Metycylinooporne gronkowce izolowane od zwierząt – potencjalne zagrożenie dla ludzi

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

Wstęp

Powszechne, nadmierne i  często nieuzasadnione stosowanie antybiotyków doprowadziło do zwiększe-nia liczby mikroorganizmów, które stały się groźne dla człowieka. Kluczowym działaniem stało się więc okre-ślenie determinant oraz sposobów szerzenia się opor-ności na antybiotyki wśród bakterii. Mikroorganizmy mogą wykazywać oporność naturalną, która jest stałą cechą pewnej grupy bakterii (szczepu, gatunku), jak również oporność nabytą, która powstaje w  wyniku spontanicznych mutacji zachodzących w  genomie lub poprzez nabycie genu/zespołu genów od innych, opor-nych bakterii (horyzontalny transfer genów lub rucho-mych elementów genetycznych) (Kasprzykowska i So-bieszczańska, 2014).

Horyzontalny transfer genów polega na przeniesie-niu materiału genetycznego z  jednego organizmu do drugiego, przy czym uzyskane geny zostają utrwalone w genomie. Zjawisko to pełni olbrzymią rolę w zmien-ności genetycznej bakterii w obrębie jednego gatunku, a jednocześnie zapewnia tej grupie organizmów szyb-kie tempo ewolucji (Kasprzykowska i  Sobieszczańska, 2014). Wyróżnia się trzy rodzaje horyzontalnego trans-feru genów (ryc. 1.):

1) Transformacja – pobieranie zewnątrzkomórko-wego DNA przez kompetentne komórki bakte-ryjne (posiadające odpowiednie receptory oraz białka chroniące pobrane DNA przed degradacją i  umożliwiające jego integrację z  DNA biorcy). Fragmenty DNA pobrane z  otoczenia trafiają do cytoplazmy i mogą być włączane do genomu biorcy

otrzymano: 24.03.2015; przyjęto: 28.06.2015; opublikowano: 30.09.2015

Metycylinooporne

gronkowce izolowane

od zwierząt – potencjalne

zagrożenie dla ludzi

Monika Drężek, Ida Małyszko

mgr Monika Drężek:

Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemicz-ny, Zakład Mikrobiologii

Streszczenie:

Gronkowce to grupa bakterii wchodzących w skład na-turalnej mikroflory człowieka i zwierząt, zasiedlających w  szczególności ich skórę oraz błony śluzowe. Jednak powszechne stosowanie środków przeciwbakteryjnych w terapii zakażeń gronkowcowych i w hodowli zwierząt gospodarskich zwiększa liczebność i sprzyja utrzymywaniu się w środowisku mikroorganizmów opornych na działa-nie antybiotyków. Pojawiedziała-nie się oporności na metycylinę w komórkach bakteryjnych jest wynikiem nabycia genu

mecA lub mecC, będących częścią większych struktur

zwanych kasetami chromosomowymi (SSC). SCC mogą nieść również inne geny warunkujące oporność na różne antybiotyki oraz zjadliwość, a bakterie przyjmujące kasetę mogą uzyskiwać nowe cechy. MRS związane ze zwierzętami mają ograniczoną zdolność do przystosowywania się do kolonizacji ludzi i rozprzestrzeniania w populacjach ludz-kich, przypuszczalnie jednak mogą stanowić zagrożenie dla zdrowia publicznego.

Słowa kluczowe: antybiotyki, gronkowce, metycylina,

opor-ność, zwierzęta domowe i hodowlane

zgodność z PP – zob. s. 47

na zasadzie rekombinacji homologicznej (stopień homologii między obcym materiałem genetycz-nym a  DNA biorcy musi wynosić przynajmniej 75%) lub ulec degradacji (Kasprzykowska i  So-bieszczańska, 2014; Kunicki-Goldfinger, 2006). 2) Transdukcja – przekazywanie materiału

gene-tycznego za pomocą wektora – bakteriofaga (faga, wirusa bakteryjnego).

a) Bakteriofag łączy się z  receptorem na po-wierzchni komórki bakteryjnej, a  następnie wprowadza do jej wnętrza swój materiał gene-tyczny. DNA bakterii ulega degradacji, a przy wykorzystaniu procesów metabolicznych ko-mórki gospodarza następuje replikacja fago-wego DNA i powstawanie białek wirusowych tworzących kapsydy wirionów potomnych. Po złożeniu nowych bakteriofagów komórka ulega lizie, a wirus ulega uwolnieniu (cykl li-tyczny). Do główki wirionu podczas procesu składania zamiast DNA bakteriofaga przypad-kowo włączony może zostać fragment DNA bakterii. Uwolniony bakteriofag nie ma wów-czas zdolności do replikacji, ale może infeko-wać kolejne bakterie i w ten sposób przenosić geny pomiędzy różnymi komórkami bakteryj-nymi.

b) Po wprowadzeniu do komórki bakterii mate-riał genetyczny faga może również ulegać in-aktywacji, a następnie integracji z DNA gospo-darza i wspólnie z nim podlegać replikacji, nie powodując przy tym lizy komórki (cykl lizoge-niczny). Indukowany profag odłączając się od genomu bakterii może przypadkowo wyciąć niewielkie fragmenty DNA gospodarza, a na-stępnie infekując inne bakterie przenosić uzy-skane geny do kolejnych komórek (Kunicki--Goldfinger, 2006; Winter i wsp., 2000). mgr Ida Małyszko:

Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemicz-ny, Zakład Mikrobiologii

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

3) Koniugacja – bezpośredni, jednokierunkowy transfer materiału genetycznego z  jednej komór-ki (dawca) do drugiej (biorca) poprzez mostek koniugacyjny. Najczęściej koniugacja jest związa-na z  przekazywaniem plazmidów (pozachromo-somalne, koliste cząsteczki dwuniciowego DNA zdolne do samodzielnej replikacji), episomów (pla-zmidy mające zdolność do integracji z chromoso-malnym DNA) oraz transpozonów koniugacyjnych (Schlegel, 2008). Plazmidy często nadają bakteriom cechy selekcyjnie korzystne, gdyż mogą nieść m.in. geny kodujące oporność na antybiotyki i jony me-tali ciężkich czy geny odpowiedzialne z produkcję bakteriocyn; ponadto mogą efektywnie przenosić informację genetyczną nawet między niespokrew-nionym gatunkami bakterii (Włodarczyk, 2002). Innymi elementami, które mogą ulegać przenosze-niu, są sekwencje insercyjne (IS) i transpozony. IS to krótkie fragmenty DNA otoczone z obu stron przez sekwencje odwrócone i zawierające gen kodujący transpozazę – enzym umożliwiający przenoszenie się w dowolne miejsce w genomie. Bardziej skom-plikowaną strukturę mają transpozony. Mogą się one składać z genów odpowiedzialnych za trans-pozycję i znajdujących się po obu stronach krótkich sekwencji odwróconych (transpozony niezłożone) lub genów niezwiązanych z  transpozycją otoczo-nych dwoma IS (transpozony złożone). Klasyczne transpozony, które zwykle są zintegrowane z pla-zmidem lub chromosomem, mogą się przemiesz-czać (transpozycja) tylko w  obrębie DNA jednej komórki, zaś transpozony koniugacyjne – pomię-dzy różnymi komórkami. Transfer ruchomych elementów genetycznych nie jest ograniczony wy-łącznie do transformacji – może on zachodzić także w pozostałych rodzajach horyzontalnego transferu genów (Brown, 2008; Schlegel, 2008).

Antybiotykooporność jest ogromnym problemem współczesnego świata i nie ogranicza się wyłącznie do określonych gatunków bakterii ani wybranych grup antybiotyków (dotyczy zarówno najstarszych anty-biotyków, np.  penicyliny należącej do antybiotyków β-laktamowych, jak i  stosunkowo niedawno wpro-wadzonych do użycia, np. daptomycyny z grupy lipo-peptydów). Powszechność występowania oporności na antybiotyki o różnych mechanizmach działania wśród

bakterii należących do różnych grup, np. Staphylococ-cus aureus (gronkowciec złocisty), Streptococnp. Staphylococ-cus pneu-moniae (dwoinka zapalenia płuc), Psueudomonas aeru-ginosa (pałeczka ropy błękitnej), Klebsiella pneumoniae (pałeczka zapalenia płuc), Neisseria meningitidis (dwo-inka zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych), Entero-coccus faecalis (paciorkowciec kałowy), wynika przede wszystkim z  niewłaściwego stosowania antybiotyków – do leczenia infekcji wirusowych czy jako czynnika Ryc. 1. Sposoby przekazywania DNA między bakteriami

A) transdukcja; B) transformacja; C) koniugacja; D) transpozon niezłożony i proces translokacji.

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

przyspieszającego przyrost masy ciała u zwierząt ho-dowlanych oraz ich nadużywania w lecznictwie i wete-rynarii (Markiewicz i Kwiatkowski, 2001; Bayer i wsp., 2012)

Antybiotyki β-laktamowe swoją nazwę zawdzięcza-ją obecności w  cząsteczce pierścienia β-laktamowego, odpowiadającego za ich antybakteryjne właściwości. Niektóre antybiotyki z tej grupy (np. penicylina, feno-ksymetylopenicylina) mogą być wytwarzane w środo-wisku naturalnym przez grzyby z rodzaju Penicillium, Cephalosporium i  Aspergillus oraz niektóre bakterie z rodzaju Streptomyces, Nocardia, Pseudomonas, Gluco-nobacter, Agrobacterium i Acetobacter.

Działanie antybiotyków β-laktamowych wiąże się z hamowaniem syntezy bakteryjnej ściany komórkowej, więc ich skuteczność ogranicza się wyłącznie do komó-rek rosnących. Antybiotyk trwale łączy się z białkami PBP (Penicillin Binding Proteins – białka wiążące pe-nicylinę) i blokuje ich aktywność enzymatyczną, przez co uniemożliwia zakończenie ostatniego etapu syntezy mureiny i ostatecznie doprowadza do rozpadu komórki (Markiewicz i Kwiatkowski, 2001).

Jednym z  najpoważniejszych problemów związa-nych z terapią przy użyciu β-laktamów jest stały wzrost oporności bakterii na te antybiotyki w  wyniku wy-kształcenia odpowiednich strategii obronnych:

1) modyfikacja białek PBP w kierunku obniżenia ich powinowactwa do antybiotyków β-laktamowych, 2) wytwarzanie β-laktamaz – enzymów

hydrolizują-cych pierścień β-laktamowy,

3) aktywne wypompowywanie antybiotyku z  wnę-trza komórki,

4) ograniczenie przepuszczalności osłon komórko-wych (Markiewicz i Kwiatkowski, 2001).

Kiedy w  1959 roku wprowadzono do lecznictwa nowy, półsyntetyczny antybiotyk β-laktamowy  nale-żący do grupy penicylin o wąskim spektrum działania

– metycylinę (ryc. 2.) – sądzono, że problem zakażeń powodowanych przez oporne na penicylinę gronkow-ce został zażegnany. Nieoczekiwanie już w  1961 roku pojawił się pierwszy przypadek metycylinoopornego Staphylococcus aureus (MRSA – methicillin-resistant S. aureus) (Jevons i wsp., 1961).

W  ostatnich latach zauważono obecność niebez-piecznego trendu, który przypuszczalnie może stano-wić zagrożenie dla zdrowia publicznego, a mianowicie powstawanie i  rozprzestrzenianie się różnych klonów bakteryjnych opornych na metycylinę – szczegól-nie MRSA, związanych ze zwierzętami gospodarski-mi (LA-MRSA – livestock-associated MRSA) i  MRSP (methicilin-resistant Staphylococcus pseudinermedius) (Guardabassi i wsp., 2013).

Pojawienie się oporności na metycylinę w  komór-kach bakteryjnych jest wynikiem nabycia kasety chro-mosomowej (ryc. 3.), która podobnie jak inne ruchome

elementy genetyczne może być wymieniana między przedstawicielami tego samego gatunku, rodzaju, a na-wet mniej spokrewnionym bakteriami. Bakterie przyj-mujące kasetę mogą uzyskiwać nowe cechy, gdyż może ona przenosić geny warunkujące oporność na różne an-tybiotyki, jak również zjadliwość. Kasetę u Staphylococ-cus aureus (SCC), na której zlokalizowane są geny mecA oraz mecC determinujące oporność na metycylinę, sta-nowi fragment DNA o wielkości 21–67 kpz (Katayama i wsp., 2000; Ito i wsp., 2001).

Typowanie gronkowców opornych na metycylinę

Czynnik determinujący pojawienie się u  mikroor-ganizmów określonej cechy zazwyczaj wywodzi się od pojedynczego organizmu, który proliferując tworzy kolonię klonów posiadających identyczne cechy jak komórka macierzysta (tzw. klonalność). Mikroorga-Ryc. 2. Schemat budowy cząsteczki

antybiotyku β-laktamowego – metycyliny

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

nizmy klonalne są identyczne lub blisko spokrewnio-ne z  komórką źródłową i  charakteryzują się jednako-wymi właściwościami. Gronkowce zasiedlające różne środowiska i  obszary geograficzne charakteryzują się znacznym zróżnicowaniem, co pozwala klasyfikować je do wielu typów i szczepów. Typowanie izolatów oraz określanie stopnia ich pokrewieństwa pozwala nie tylko na kontrolę rozprzestrzeniania się gronkowców wywo-łujących infekcje, lecz także na śledzenie drogi rozpo-wszechniania się antybiotykooporności u tej grupy bak-terii (Międzobrodzki i wsp., 2008).

Szczepy oporne na metycylinę mogą być typowane zarówno za pomocą metod fenotypowych, jak i mole-kularnych. Metody fenotypowe polegają przede wszyst-kim na określaniu charakterystycznych cech mikro-organizmów, specyficznych reakcji biochemicznych, wrażliwości na antybiotyki i  fagi oraz zdolności do produkcji toksyn. Natomiast bardziej zaawansowane techniki opierają się na wykrywaniu zmian

genetycz-nych przy pomocy następujących technik: elektroforezy żelowej w zmiennym polu elektrycznym (PFGE), MLST (Multilocus Sequence Typing), typowaniu SCCmec czy genu spa (Leonard i Markey, 2008).

PFGE

Klasyczna elektroforeza pozwala na szybką sepa-rację różnych makrocząsteczek. Polega na przemiesz-czaniu się makrocząsteczek (np.  białek) obdarzonych ładunkiem pod wpływem przyłożonego pola elektrycz-nego. Prędkość przemieszczania się makrocząsteczki zależy od jej rozmiaru, kształtu, ładunku, a także opo-ru środowiska. Klasyczna technika analityczna wyko-rzystywana do separacji makrocząsteczek takich jak kwasy nukleinowe – elektroforeza żelowa – może być niewystarczająca przy rozdziale dużych fragmentów DNA, które przy zastosowaniu tej metody zazwyczaj migrują razem i są widoczne w żelu w postaci pojedyn-czego prążka. Rozwiązaniem tego problemu jest

zasto-sowanie metody PFGE (pulsed-field gel electrophoresis). Połączenie PFGE z  trawieniem materiału genetycz-nego za pomocą enzymów restrykcyjnych umożliwia uzyskanie fragmentów DNA o wielkości ok. 0,5–1000 kpz. Mieszanina reakcyjna jest poddawana rozdziało-wi elektroforetycznemu, polegającemu na wymuszonej w zależności od wielkości zmiany kierunku wędrówki cząsteczek DNA pod wpływem zmieniającego się pola elektrycznego. Takie postępowanie pozwala na uzyska-nie specyficznych wzorów restrykcyjnych będących od-zwierciedleniem organizacji chromosomu bakteryjnego i pozwala na typowanie oraz różnicowanie nawet nie-związanych ze sobą szczepów bakteryjnych (Leonard i Markey, 2008). PFGE to uznawana za „złoty standard” i bardzo popularna metoda, jednak bez należytej stan-daryzacji trudno porównywać otrzymane dane i uzy-skać pełną powtarzalność wyników (Sabat i wsp., 2006).

MLST i SCCmec

Analiza MLST (multilocus sequence typing) polega na sekwencjonowaniu fragmentów siedmiu genów me-tabolizmu podstawowego, obecnych w  każdej komór-ce i niezbędnych do jej funkcjonowania (housekeeping genes) o długości ~450–500 par zasad znajdujących się na chromosomie bakteryjnym: arcC, aroE, glpF, gmk, pta, tpi i yqiL (Maiden i wsp., 1998). Wybrana długość fragmentów DNA pozwala na precyzyjne sekwencjono-wanie obu nici przy zastosowaniu jednej pary starterów i zapewnia odpowiedni stopień zróżnicowania sekwencji umożliwiający identyfikację wielu różnych alleli w ob-rębie populacji. Zastosowanie tej metody umożliwia nie tylko określenie przynależności gatunkowej badanych szczepów w oparciu o analizę zestawionych sekwencji wszystkich fragmentów genów metabolizmu podsta-wowego, lecz pozwala ona także na określenie pokre-wieństwa między organizmami wyłącznie na podstawie sekwencji pojedynczych genów (Urwin i Maiden, 2003). Ryc. 3. Schemat budowy kasety SCCmec

ccrA2, ccrB2 – geny kodujące rekombinazę; IS431 – sekwencja insercyjna; J1, J2, J3 – regiony towarzyszące; mecA – gen kodujący oporność na metycylinę; mecI, mecR1 – geny regulatorowe; orfX – otwarta ramka odczytu; pUB110 - plazmid ; Tn554 – transpozon.

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

Jak już wspomniano, geny mec, kodujące oporność na metycylinę, są częścią większych struktur zwanych kasetami chromosomowymi (SSC; staphylococcal cas-sette chromosome). Tego typu mobilne struktury są podobne do plazmidów, jednak w przeciwieństwie do niech nie mają zdolności do autonomicznej replikacji. Kasety zawierające gen mecA lub mecC (SSCmec), jak i nieposiadające tego genu (non-mecSCC) są klasyfiko-wane na podstawie różnic w obrębie genów budujących ten odcinek, w szczególności genów mec i rekombinaz (ccr) uczestniczących w przemieszaniu się kasety i ota-czających gen mec (Baba i wsp., 2002; Ito i wsp., 2003; Gill i wsp., 2005). Na podstawie zestawienia sekwencji kompleksu genów ccr i mec wyróżnia się jedenaście ty-pów (I-XI). Ponadto w kasetach SCCmec występują re-giony towarzyszące: J1, J2 i J3, które mogą zawierać sek-wencje niekodujące, pseudogeny, seksek-wencje insercyjne, plazmidy i transpozony. Na podstawie różnic w regio-nach J kilka można dodatkowo wyróżnić kilka podty-pów kaset SCCmec (Lim i wsp., 2003; Vanderhaeghen i wsp., 2013).

W 2002 roku opisano system, w którym klony MRSA mogą być opisywane przy pomocy profilu MLST szcze-pu w połączeniu z fenotypem oporności na antybiotyki oraz typem SCCmec (Enright i wsp., 2002). System ten umożliwia z dużym prawdopodobieństwem określenie, ile razy mogło dojść do przekazania SCCmec w  ob-rębie określonej linii czy kompleksu klonalnego (Feil i Enright, 2004).

Typowanie genu spa

Typowanie genu spa (spa typing) jest techniką kom-plementarną do analizy MLST. Metoda ta opiera się na sekwencjonowaniu krótkich sekwencji repetytywnych (short sequence repeat, SSR) w obrębie polimorficznego regionu X genu kodującego białko A odpowiedzialne za wiązanie immunoglobulin i  osłabienie reakcji

odpor-nościowej. Ten specyficzny region został wybrany do analiz ze względu na często zachodzące w nim sponta-niczne mutacje, jak również znaczne prawdopodobień-stwo utraty lub nabycia całych sekwencji repetatyw-nych. Gen spa składa się z głównie z liczących 24 zasady powtórzeń, których różne warianty są ściśle skorelowa-ne z patogennością i wirulencją bakterii (Frenay i wsp., 1996).

Metoda ta została zastosowana w badaniach doty-czących gronkowców izolowanych od niektórych zwie-rząt towarzyszących człowiekowi: świń (Voss i  wsp., 2005), kotów, psów (Strommenger i  wsp., 2006) oraz koni (Moodley i  wsp., 2006), co pozwoliło wyciągnąć wnioski na temat podobieństwa flory bakteryjnej czło-wieka i zwierząt. W pewnych przypadkach sekwencjo-nowanie genu spa może być również wykorzystane do identyfikacji szczepów, które są nierozróżnialne za po-mocą PFGE (Moodley i wsp., 2006). Identyfikacja i sek-wencjonowanie genu spa umożliwia szybkie typowanie izolatów MRSA. Metoda ta jest szybsza i  tańsza niż MLST, jednak jej możliwości w wykrywaniu różnic są znacznie niższe niż w przypadku PFGE (Shopsin i wsp., 1999).

VNTR

VNTR (variable number tandem repeats) to meto-da polegająca na analizie krótkich, powtarzających się w danym locus sekwencji o zmiennej liczbie tandemo-wych powtórzeń, która została opracowana m.in. do identyfikacji szczepów w obrębie Staphylococcus aureus. Podczas sekwencjonowania genomów wielu szczepów S.  aureus udało się zidentyfikować kilka zmiennych powtórzeń występujących w  tandemach, które mogą służyć do typowania drobnoustrojów w  obrębie tego gatunku (Sabat i wsp., 2003; Hardy i wsp., 2004). Suge-ruje się, że metoda ta daje dobre wyniki w badaniach polegających na różnicowaniu szczepów i  pozwala na

śledzenie rozmieszczenia zakażeń endemicznych i epi-demicznych (Hardy i wsp., 2006). Technika VNTR cha-rakteryzuje się wyższą specyficznością, uniwersalnością i czułością niż PFGE, ponadto posiada znaczny poten-cjał różnicujący, więc może być stosowana również przy identyfikacji prawie identycznych pod względem genetycznym szczepów bakteryjnych (Zaluga i  wsp., 2013).

MLVA

MLVA (multiple-locus variable number tandem re-peats analysis) jest rozszerzeniem metody VNTR (Zalu-ga i wsp., 2013). Analiza MLVA oparta jest na jednoczes-nej amplifikacji loci siedmiu genów o  zróżnicowajednoczes-nej liczbie tandemowych powtórzeń: sspA, spa, sdrC, sdrD, sdrE, clfA i  clfB. MLVA odpowiada złożonej reakcji PCR (multiplex PCR), a  analiza amplikonów odbywa się za pomocą standardowej elektroforezy żelowej (Sa-bat i wsp., 2006). Dzięki temu MLVA uzyskuje większy potencjał dyskryminacyjny niż w  przypadku innych, standardowych metod typowania bakterii, takich jak: AFLP, MLST, rep-PCR czy PFGE i może być dobrym narzędziem do identyfikacji praktycznie niezróżnico-wanych genetycznie izolatów (van Belkum, 2007).

Występowanie i epidemiologia gronkowców

opornych na metycylinę u zwierząt

Zwierzęta domowe

Koagulazo-dodatni Staphylococcus pseudinterme-dius jest jednym z najważniejszych patogenów infekują-cych psy i koty. Pierwsze doniesienia na temat występo-wania tej bakterii u psów i ludzi w Ameryce Północnej oraz u  kotów w  Ameryce Południowej pojawiły się w 1999 roku (Gerstadt i wsp., 1999; Gortel i wsp., 1999; Lilenbaum i wsp., 1999).

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

Szczepy MRSP (methicilin-resistant Staphylococ-cus pseudintermedius) wykazujące oporność na więk-szość środków przeciwbakteryjnych rozprzestrzeniły się u psów na całym świecie począwszy od roku 2006, a występowanie MRSP wśród izolatów klinicznych stale rośnie (Perreten i wsp., 2010; Bemis i wsp. 2009).

Zwiększające się rozprzestrzenienie MRSP obser-wowane w ostatnich latach wynika z wielokrotnego na-bycia odrębnych SCCmec przez dwa główne typy w li-niach Staphylococcus pseudintermedius: ST68-SCCmec V (głównie Ameryka Północna) oraz ST71-SCCmec II-III (zasięg globalny) (Perreten i  wsp., 2010; Kadlec i wsp., 2010). Niemniej jednak pojawiły się również do-niesienia o kolejnych liniach MRSP, takich jak ST4, ST5 i ST95 w Chinach (Feng i wsp., 2012) oraz ST106 w Nor-wegii (Osland i wsp., 2012).

Duży problem mogą stanowić również inne wielo-lekooporne szczepy gronkowców, w tym MRSI (methi-cilin-resistant Staphylococcus intermedius). Z  badań przeprowadzonych w Pensylwanii wynika, że 1/4 szcze-pów koagulazo-dodatnich gronkowców izolowanych od chorych zwierząt wykazuje oporność na metycylinę. Większość lekoopornych izolatów pochodzących od zwierząt z  ropnym zapaleniem skóry i  zewnętrznego przewodu słuchowego niepoddającym się leczeniu sta-nowili przedstawiciele trzech gatunków: Staphylococcus aureus (41%), Staphylococcus schleiferi (40%) oraz Stap-hylococcus intermedius (16%) (Griffeth i wsp., 2008).

Pierwszy przypadek MRSI opisano po raz pierwszy w latach siedemdziesiątych w USA, a w kolejnych latach stwierdzono obecność takich szczepów również w Eu-ropie. Po wnikliwych analizach okazało się, że mogą one wykazywać oporność na większość antybiotyków, przenosić się ze zwierząt na człowieka, a także rozprze-strzeniać się klonalnie. Przypuszczalnie MRSI mogą stanowić więc zagrożenie nie tylko dla zwierząt, ale również dla ludzi (Loeffer i wsp., 2007).

Zwierzęta hodowlane

Chociaż bakterie z  gatunku Staphylococcus sciuri uważa się za nieszkodliwe komensale, w  rzeczywisto-ści mogą być one rezerwuarem genów warunkujących zjadliwość, oporność na różne czynniki czy również zdolność do tworzenia biofilmu i produkcji toksyn od-powiedzialnych za zespół wstrząsu toksycznego. Z tego względu niezbędnym krokiem stało się określenie zna-czenia medycznego i  weterynaryjnego tego gatunku (Nemeghaire i wsp., 2014a).

Obiektem badań prowadzonych w  Belgii były oporne na metycylinę Staphylococcus sciuri (MRSS – methicilin-resistant Staphylococcus sciuri) izolowane od zdrowych kurcząt. Spośród wszystkich wyizolowanych szczepów 31% stanowiły MRSS, z czego większość izo-latów posiadała SCCmec typu III lub nieokreślonego typu. Wyizolowane szczepy były wielolekoooporne i za-wierały szeroką pulę genów warunkujących zjadliwość i  oporność, które mogą być transferowane do innych gronkowców, jak na przykład S.  aureus. (Nemeghaire i wsp., 2014b).

Staphylococcus aureus stanowi czynnik etiologiczny mastitis u bydła. Występowanie MRSA u krów opisano po raz pierwszy w 1972 roku (Devriese, 1975). Osobniki chorujące na mastitis wydają sie najbardziej prawdo-podobnym siedliskiem MRSA. Może to być związane z transferem MRSA za pomocą mokrych rąk mleczarzy skolonizowanych lub zainfekowanych przez tę bakterię oraz stosowaniem antybiotyków nieodznaczających się skutecznością w leczeniu zapalenia wymienia (Lee, 2003).

Badania prowadzone w Holandii koncentrowały się na metycilinoopornych gronkowcach występującego u bydła mlecznego i wykazały obecność MRSA u 3,9% badanych krów. Wszystkie izolaty MRSA określono jak PVL (leukocydyna Pantona i  Valentine’a) – ujemne –

należały one do związanego ze zwierzętami gospodar-skimi kompleksu klonalnego 398 i w większości stano-wiły typ spa t011. U żadnego z badanych izolatów nie stwierdzono występowania genu mecC (van Duijkeren i wsp., 2014).

Znaczne nagromadzenie infekcji powodowanych przez MRSA zostało udokumentowane u koni w szpi-talach weterynaryjnych Ameryki Północnej (Weese i  wsp., 2004), Japonii (Shimizu i  wsp., 1997), Irlandii (O’Mahony i  wsp., 2005), Wielkiej Brytanii (Baptiste i wsp., 2005) oraz Austrii (Cuny i wsp., 2006). Za głów-ną drogę transmisji zakażenia wśród zwierząt uważa się obecność drobnoustrojów na rękach personelu we-terynaryjnego. Jednak ważnym źródłem infekcji może być również zanieczyszczenie środowiska szpitalnego (Weese i wsp., 2004). Należy jednak zauważyć, że po-ziom zakażenia MRSA koni jest niewysoki – w szpitalu weterynaryjnym w Austrii wyniósł mniej niż 1% (Cuny i  wsp., 2006), zaś w  Ameryce Północnej niecałe 5% wszystkich zanotowanych przypadków (Weese i  wsp., 2005b).

Podczas badań dotyczących występowania MRSP u koni prowadzonych w Kanadzie stwierdzono wystę-powanie tylko jednego takiego izolatu wśród 5 wyi-zolowanych szczepów. Otrzymany izolat został zakla-syfikowany jako typ dt11a – dominujący klon MRSP izolowany od psów w Ameryce Północnej. MRSP rzad-ko bywa izolowany od rzad-koni, a rola tych bakterii w wy-woływaniu chorób nie jest w  tym przypadku jasna, jednak ze względu na zdolność do wywoływania zaka-żeń oportunistycznych nie powinny być one pomijane w tego typu analizach (Weese i wsp., 2005b).

MRS występujące u zwierząt a zdrowie człowieka

Największe zagrożenie dla zdrowia człowieka sta-nowi Staphylococcus aureus, który zwykle

kolonizu-NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

je skórę i błony śluzowe jako niegroźny komensal, ale może stawać się również szkodliwym patogenem. Sza-cuje się, że ok. 20–30% populacji ludzkiej jest stałymi nosicielami przynajmniej jednego szczepu tej bakterii, ok. 30% to nosiciele okresowi (Wertheim i wsp., 2005). U nosicieli, mimo obecności bakterii, nie stwierdza się objawów chorobowych, jednak są oni bardziej narażeni na różne zakażenia odgronkowcowe. Szczepy S. aureus są jedną z głównych przyczyn zakażeń szpitalnych oraz pozaszpitalnych (Diekema i wsp., 2001) i poza nieznacz-nymi zmianami skórnieznacz-nymi mogą być czynnikiem etio-logicznym ropni, zaraźliwego liszajca gronkowcowego czy zespołu oparzonej skóry (SSSS – staphylococcal scal-ded skin syndrome) u noworodków (Cole i Gazewood, 2007), a rozprzestrzeniając się w organizmie powodo-wać mogą poważne konsekwencje w postaci zapalenia wsierdzia, płuc, kości i  szpiku kostnego, jak również sepsy (Schito, 2006). S.  aureus ma istotne znaczenie jako ludzki patogen nie tylko ze względu na zdolność do wywoływania zakażeń zagrażających życiu, ale przede wszystkim z uwagi na olbrzymi potencjał do rozwoju oporności na antybiotyki.

Już wiele lat temu sugerowano, że psy i koty mogą być rezerwuarem chorobotwórczych gronkowców (Mann, 1959). Inne doniesienia wskazują, że hodowcy bydła i trzody chlewnej znajdują się w grupie zwiększo-nego ryzyka kolonizacją nosa przez MRSA (Voss i wsp., 2005). O  znaczeniu zwierząt jako rezerwuaru MRSA u ludzi mogą świadczyć badania prowadzone przez Ma-nian (2003) dotyczące nawracającego zakażenia MRSA u pacjenta z cukrzycą i jego żony. Izolaty pobrane z noz-drzy psa, nosa oraz ran badanych osób wykazywały identyczny profil w PFGE. Nawrót zakażeń i kolonizacji nosa tej pary został zatrzymany dopiero po skutecznym zwalczeniu MRSA z nozdrzy psa.

W  przeciwieństwie do małych zwierząt, szczepy MRSA u koni często różnią się od typowych szczepów

MRSA w szpitalach, co wskazuje na ograniczoną drogę transmisji (O’Mahony i wsp., 2005; Cuny i wsp., 2006).

S. pseudintermedius jest rzadką przyczyną zakażeń u  ludzi. We Francji gatunek ten stanowił jedynie ok. 0,06% gronkowców koagulazo-dodatnich izolowanych z materiału klinicznego (Mahoudeau i wsp., 1997). Spo-radyczne zakażenia MRSP odnotowano jedynie w USA i Europie (Kempker i wsp., 2009, Stegmann i wsp., 2010). Nie można jednak wykluczyć, że w wyniku niedokład-nych wyników badań otrzymywaniedokład-nych przez zastosowa-nie w diagnostyce medycznej testów aglutynacji latek-sowej, część wyizolowanych szczepów MRSP nie zostaje wykrytych lub błędnie zaklasyfikowanych do MRSA (Pottumarthy i wsp., 2004).

MRS związane ze zwierzętami mają ograniczoną zdolność do przystosowywania się do kolonizacji ludzi i rozprzestrzenianie w populacjach ludzkich. Mimo to doszło do powstania nowej grupy gronkowców me-tycylinoopornych – PA-MRS (pet-acquired methicilin resistant staphylococci), podobnie jak miało to miejsce w przypadku CA-MRSA (community-acquired MRSA), powstałych w wyniku pobrania przez MSSA (methici-lin-suspectible Staphylococcus aureus) kasety, w  której znajduje się gen kodujący oporność na metycilinę (Ka-tayama i wsp., 2000).

Literatura

Baba T, Takeuchi F, Kuroda M (2002). Genome and virulence com-munity-acquired MRSA. Lancet. 359:1819-1827

Baptiste KE, Williams K, Williams NJ, Wattre A, Clegg PD, Dawson S, Corkill JE, O’Neill T, Hart CA (2005). Methicillin-resistant staph-ylococci in companion animals. Emerging Infectious Diseases. 11:1942–1944

Bayer AS, Schneider T, Sahl H-G (2012). Mechanisms of daptomy-cin resistance in Staphylococcus aureus: role of the cell membra-ne and cell wall. Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1277:139-158

Bemis DA, Jones RD, Frank LA, Kania SA (2009). Evaluation of

sus-ceptibility test breakpoints used to predict mecA-mediated re-sistance in Staphylococcus pseudintermedius isolated from dogs. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 21:53–58

Brown TA (2008). Genomy. Warszawa: PWN

Cole C, Gazewood J (2007). Diagnosis and treatment of impetigo. American Family Physician. 75(6):859-864

Cuny C, Kuemmerle J, Stanek C, Willey B, Strommenger V, Witte B (2006). Emergence of MRSA infections in horses in a veterinary hospital: strain characterisation and comparison with MRSA from humans. Eurosurveillance. 11:44–47

Devriese LA, Homes J (1975). Epidemiology of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in dairy herds. Research in Veter-inary Science. 19:23–27

Diekema DJ, Pfaller MA, Schmitz FJ, Smayevsky J, Bell J, Jones RN, Beach M (2001). Survey of infections due to Staphylococcus spe-cies: frequency of occurrence and antimicrobial susceptibility of isolates collected in the United States, Canada, Latin America, Europe, the Western Pacific region for the SENTRY Antimicro-bial Surveillance Program 1997–1999. Clinical Infectious Diseases. 32(2):S114–S132.

Enright MC, Robinson DA, Randle G, Feil EJ, Grundmann H, Spratt BG (2002). The evolutionary history of methicillin-resist-ant Staphylococcus aureus (MRSA). Proceedings of the National Academy of Science. 99:7687–7692

Feil EJ, Enright MC (2004). Analyses of clonality and the evolution of bacterial pathogens. Current Opinion in Microbiology. 7:308–313 Feng Y, Tian W, Lin D, Luo Q, Zhou Y, Yang T (2012). Prevalence and

characterization of methicillin-resistant Staphylococcus pseud-intermedius in pets from South China. Veterinary Microbiology. 160:517–24

Frenay HM, Bunschoten AE, Schouls LM, van Leeuwen WJ, Vanden-broucke-Grauls CM, Verhoef J, Mooi FR (1996). Molecular typing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus on the basis of pro-tein A gene polymorphism. European Journal of Clinical Microbi-ology and Infectious Diseases. 15:60–64

Gerstadt K, Daly JS, Mitchell M, Wessolossky M, Cheeseman SH (1999). Methicillin-resistant Staphylococcus intermedius pneu-monia following coronary artery bypass grafting. Clinical Infec-tious Diseases. 29:218–219

Gill SR, Fouts DE, Archer GL (2005). Insights on evolution of vir-ulence and resistance from the complete genome analysis of an early methicilin-resistant Stapylococcus aureus strain and bio-film-producting methicilin-resistant Staphylococcus epidermidis strain. Journal of Bacteriology. 187:2426-2438

Gortel K, Campbell KL, Kakoma I, Whittem T, Schaeffer DJ, Weisi-ger RM (1999). Methicillin resistance among staphylococci isolat-ed from dogs. American Journal of Veterinary Research. 60:1526– 1530

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

Griffeth GC, Morris DO, Abraham JL, Shofer FS, Rankin SC (2008). Screening for skin carriage of meticilin-resistant coagulase-pos-itive staphylococci and Staphylococcus schleiferi in dogs with healthy and inflamed skin. Veterinary Dermatology. 19:142-149 Guardabassi L, Larsen J, Weese JS, Butay P, Battisti A, Kluytmans

J, Lloyd DH, Skov RL (2013). Public health impact and antimi-crobial selection of meticillin-resistant staphylococci in animals. Journal of Global Antimicrobial Resistance. 1:55–62

Hardy KJ, Ussery DW, Oppenheim BA, Hawkey PM (2004). Distri-bution and characterization of staphylococcal interspersed repeat units (SIRUs) and potential use for strain differentiation. Micro-biology. 150:4045–4052

Hardy KJ, Oppenheim BA, Gossain S, Gao F, Hawkey PM (2006). Use of variations in staphylococcal interspersed repeat units for molecular typing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus strains. Journal of Clinical Microbiology. 44:271–273

Kunicki-Goldfinger WJH (2006). Życie bakterii. Warszawa: PWN Ito T, Katayama Y, Asada K, Mori N, Tsutsumimoto K, Tiensasitorn

C (2001). Structural comparison of three types of staphylococcal cassette chromosome mec integrated in the chromosome in me-thicillin-resistant Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 45:1323–1336

Ito T, Okuma K, Ma XX, Yuzawa H, Hiramatsu K (2003). Insights on antibiotic resistance of Staphylococcus aureus from its whole genome: genomic island SCC. Drug Resistance Updates. 6:41-52 Jevons MP, Coe AW, Parker MT (1963). Methicillin resistance in

staphylococci. Lancet. 1:904–907

Kadlec K, Schwarz S, Perreten V, Andersson UG, Finn M, Greko C (2010). Molecular analysis of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius of feline origin from different European coun-tries and North America. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65:1826–1828.

Kasprzykowska U, Sobieszczańska BM (2014). Plastyczność bakte-ryjnych genomów – międzykomórkowy transfer informacji gene-tycznej. Postępy Mikrobiologii. 53(2):165–171

Katayama Y, Ito T, Hiramatsu K (2000). A new class of genetic ele-ment, stapylococcal cassette chromosome mec, encodes methici-lin resistance in Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 44:1549-1555

Kempker R, Mangalat D, Kongphet-Tran T, Eaton M (2009). Beware of the pet dog: a  case of Staphylococcus intermedius infection. American Journal of the Medical Sciences. 338:425–427

Lee JH (2003). Methicillin (oxacillin)-resistant Staphylococcus au-reus strains isolated from major food animals and their potential transmission to humans. Applied and Environmental Microbiolo-gy. 69:6489–94.

Leonard FC, Markey BK (2008). Meticillin-resistant Staphylococcus aureus in animals. The Veterinary Journal. 175(1):27–36

Lilenbaum W, Esteves AL, Souza GN (1999). Prevalence and antimi-crobial susceptibility of staphylococci isolated from saliva of clin-ically normal cats. Letters in Applied Microbiology. 28:448–452 Lim TT, Chong FN, O’Brien FG, Grubb WB (2003). Are all

commu-nity methicilin-resistant Staphylococcus aureus related. A com-parison of their mec regions. Pathology. 35:336-343

Loeffer F, Linck M, Moodley A, Guardabassi L, Sung JML, Winkler M, Weiss R, Lloyd DH (2007). First report of multiresistant, me-cA-positive Staphylococcus intermedius in Europe. 12 cases from veterinary dermatology referral clinic in Germany. Veterinary Dermatology. 18:412-421

Mahoudeau I, Delabranche X, Prevost G, Monteil H, Piemont Y (1997). Frequency of isolation of Staphylococcus intermedius from humans. Journal of Clinical Microbiology. 35:2153–4 Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, Morelli G, Russell JE, Urwin R,

Zhang Q, Zhou J, Zurth K, Caugant DA, Feavers IM, Achtman M, Spratt BG (1998). Multilocus sequence typing: a portable ap-proach to the identification of clones within populations of path-ogenic microorganisms. Proceedings of the National Academy of Science USA.  95(6):3140-3145

Manian FA (2003). Asymptomatic Nasal Carriage of Mupirocin--Resistant, Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in a Pet Dog Associated with MRSA Infection in Household Con-tacts. Clinical Infectious Diseases. 36(2): e26-e28

Markiewicz Z, Kwiatkowski ZA (2001). Bakterie Antybiotyki, Lekoo-porność. Warszawa: PWN

Międzobrodzki J, Małachowa N, Markiewski T, Białecka A, Kas-prowicz A (2008). Różnicowanie izolatów Staphylococcus aureus w  oparciu o  cechy fenotypowe. Postępy Higieny Medycyny Do-świadczalnej. 62:322-327

Moodley A, Stegger M, Bagcigil AF, Baptiste KE, Loeffler A, Lloyd DH, Williams NJ, Leonard N, Abbott Y, Skov Y, Guardabassi L (2006). spa typing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolated from domestic animals and veterinary staff in the UK and Ireland. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58: 1118–1123 Nemeghaire S, Argudin MA, Feßler AT, Hauschild T, Schwarz S,

Butaye P (2014). The ecological importance of the Staphylococ-cus sciuri species group as a reservoir for resistance and virulence genes. Veterinary Microbiology. 171(3-4):342-356

Nemeghaire S, Argudıin MA, Haesebrouck F, Butaye P (2014). Molec-ular epidemiology of methicillin-resistant Staphylococcus sciuri in healthy chickens. Veterinary Microbiology. 171(3-4):357-363 Normark BH, Normark S (2002). Evolution and spread of antibiotic

resistance. Journal of Internal Medicine. 252(2):91-106

O’Mahony R, Abbott Y, Leonard FC, Markey BK, Quinn V, Pollock V, Fanning S, Rossney AS (2005). Methicillin-resistant Staphylococ-cus aureus (MRSA) isolated from animals and veterinary person-nel in Ireland. Veterinary Microbiology. 109:285–296

Osland AM, Vestby LK, Fanuelsen H, Slettemeas JS, Sunde M (2012). Clonal diversity and biofilm-forming ability of methicillin-resist-ant Staphylococcus pseudintermedius. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67:841–848

Perreten V, Kadlec K, Schwarz S, Groenlund Andersson U, Finn M, Greko C (2010). Clonal spread of methicillin-resistant Staphylo-coccus pseudintermedius in Europe and North America: an inter-national multicentre study. Journal of Antimicrobial Chemother-apy. 65:1145–1154

Pottumarthy S, Schapiro JM, Prentice JL, Houze YB, Swanzy SR, Fang FC (2004). Clinical isolates of Staphylococcus intermedius masquerading as methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Journal of Clinical Microbiology. 42: 5881–5884

Sabat A, Krzyszton-Russjan J, Strzalka W, Filipek R, Kosowska K, Hryniewicz W, Travis J, Potempa J (2003). New method for typing Staphylococcus aureus strains: multiple-locus variable-number tandem repeat analysis of polymorphism and genetic relationships of clinical isolates. Journal of Clinical Microbiology. 41:1801–1804 Sabat A, Malachowa N, Miedzobrodzki J, Hryniewicz W  (2006).

Comparison of PCR-based methods for typing Staphylococcus aureus isolates. Journal of Clinical Microbiology. 44:3804–3807 Schito GC (2006). The importance of the development of antibiotic

resistance in Staphylococcus aureus. Clinical Microbiology and Infection. 12(1):3–8

Schlegel H.G (2008). Mikrobiologia ogólna. Warszawa: PWN Shimizu A, Kawano J, Yamamoto C, Kakutani O, Anzai V, Kamada

M (1997). Genetic analysis of equine methicillin-resistant Staphy-lococcus aureus by pulsed-field gel electrophoresis. Journal of Vet-erinary Medical Science. 59:935–937

Shopsin B, Gomez M, Montgomery SO, Smith DH, Waddington M, Dodge DE, Bost, DA, Riehman M, Naidich S, Kreiswirth BN (1999). Evaluation of Protein A gene polymorphic region DNA se-quencing for typing of Staphylococcus aureus strains. Journal of Clinical Microbiology. 37:3556–3563

Stegmann R, Burnens A, Maranta CA, Perreten V (2010). Human infection associated with methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius ST71. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65:2047–2048

Strommenger B, Kehrenberg C, Kettlitz C, Cuny C, Versppohl J, Witte W, Schwarz S (2006). Molecular characterization of methi-cillin-resistant Staphylococcus aureus strains from pet animals and their relationship to human isolates. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 57:461–465

Tenover FC, Arbeit RD, Goering RV, Mickelsen PA, Murray BE, Persing DH, Swaminathan B (1995). Interpreting Chromosomal DNA Restriction Patterns Produced by Pulsed-Field Gel Electro-phoresis. Criteria for Bacterial Strain Typing. Journal of Clinical Microbiology. 33:2233-2239

NA

UK

A

KR

Ó

TK

O

SZK

OŁA

Methicilin-resistant staphylococci isolated from animals – potential danger for humans

Monika Drężek, Ida Małyszko

Staphylococcus sp. is a group of bacteria which belongs to

the natural microflora of humans and animals, and main-ly they live on skin and mucous membranes. However, common using of antimicrobial agents in the treatment of staphylococcal infections and in livestock animals, increases the number of antibiotics-resistant microor-ganisms and favors their existence in the environment. Emergence of resistance to methicillin in bacterial cells is the result of acquisition of the mecA and mecC genes which are a part of the larger structure called staphylo-coccal chromosome cassette (SCC). SCC can also carry other genes with are cause of resistance to various anti-microbial agents, as well as virulence genes and bacteria which are able to host cassette can gain new features. MRS associated with animals have limited ability to adapt to people colonization and to spread in human populations, however, they could possibly endanger the public health.

Key words: antibiotics, companion animals, livestock,

methi-cilin, resistance, staphylococci Urwin R, Maiden MC (2003). Multi-locus sequence typing: a tool for

global epidemiology. Trends in Microbiology. 11:479-487 van Belkum A (2007). Tracing isolates of bacterial species by

multi-locus variable numberof tandem repeat analysis (MLVA). FEMS Immunology and Medical Microbiology. 49(1):22-7

Vanderhaeghen W, Vandendriessche S, Crombe F, Nemeghaire S, Dispas M, Denis O, Hermans K, Haesebrouck F, Butaye P (2013). Characterization of methicillin-resistant non-Staphylococcus au-reus staphylococci carriage isolates from different bovine popula-tions. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 68(2):300-307 van Duijkeren, E, Hengeveld, P, Albers M, Pluister G, Jacobs P, Heres, L,

van de Giessen A  (2014). Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus aureus carrying mecA or mecC in dairy cattle. Veterinary Microbiology. 171(3-4):364-367

Voss A, Loeffen F, Bakker J, Klaassen C, Wulf M (2005). Methicil-lin-resistant Staphylococcus aureus in pig farming. Emerging In-fectious Diseases. 11:1965–1966

Weese JS, DaCosta T, Button L, Goth K, Ethier M, Boehnke M (2004). Isolation of methicillin-resistant Staphylococcus aureus from the environment in a veterinary teaching hospital. Journal of Veteri-nary Internal Medicine. 18:468–470

Weese JS, Rousseau J, Traub-Dargatz JL, Willey BM, McGeer A, Low DE (2005). Community-associated methicillin-resistant Staph-ylococcus aureus in horses and humans who work with horses. Journal of the American Veterinary Medical Association. 226:580– 583

Wertheim HF, Melles DC, Vos MC, van Leeuwen W, van Belkum A, Verbrugh HA, Nouwen JL (2005). The role of nasal carriage in Staphylococcus aureus infections. The Lancet Infectious Diseases. 5:751–762

Winter PC, Hickey GI, Fletcher HL (2000). Krótkie wykłady - Gene-tyka. Warszawa: PWN

Włodarczyk M. (2002) Co to jest plazmid? Kosmos. Problemy nauk biologicznych. 51(3):231-240

.

Zaluga J, Stragier P, van Vaerenbergh J, Maes M, De Vos P (2013). Multilocus Variable-Number-Tandem-Repeats Analysis (MLVA) distinguishes a  clonal complex of Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis strains isolated from recent outbreaks of bacterial wilt and canker in Belgium. BMC Microbiology. 13:126-141

Zhang M, Zhao ZT,Wang XJ, Li Z, Ding L, Ding SJ, Yang LP (2014). Staphylococcus delphini and Methicillin-Resistant S.  pseud-intermedius in Horses. Canada Emerging Infectious Diseases. 20(3):485-487.

Artykuł pomocny przy realizacji wymagań podstawy programowej

Biologia – IV etap edukacyjny (zakres rozszerzony)

Cele kształcenia:

I. Poznanie świata organizmów na różnych poziomach organizacji życia.

IV. Poszukiwanie, wykorzystanie i tworzenie informacji. III. Pogłębienie znajomości metodyki badań biologicznych. Uczeń

rozumie i stosuje terminologię biologiczną. V. Rozumowanie i argumentacja.

Treści nauczania:

IV.3. Przegląd różnorodności organizmów. Bakterie.

3. Uczeń wyjaśnia, w jaki sposób bakterie mogą przekazywać sobie informację genetyczną w procesie koniugacji.

4. Uczeń przedstawia rolę bakterii w życiu człowieka i w przyrodzie (przede wszystkim w rozkładzie materii organicznej oraz w krąże-niu azotu).

5. Uczeń wymienia najważniejsze choroby bakteryjne człowieka (gruźlica, czerwonka bakteryjna, dur brzuszny, cholera, wąglik, borelioza, tężec), przedstawia drogi zakażenia bakteriami oraz przedstawia podstawowe zasady profilaktyki chorób bakteryj-nych.

IX.2. Ewolucja. Dobór naturalny.

1. Uczeń wykazuje rolę mutacji i rekombinacji genetycznej w powstawaniu zmienności, która jest surowcem ewolucji.

Monika Drężek jest beneficjentem projektu „Stypendia dla doktorantów województwa podlaskiego”. Projekt jest współfinansowany ze środków Europejskiego Funduszu Społecznego, środków budżetu państwa, środ-ków budżetu województwa podlaskiego. Realizowany w ramach Programu Operacyjnego Kapitał Ludzki 2007-2013, Działanie 8.2. Transfer wiedzy, Poddziałanie 8.2.2. Regionalne Strategie Innowacji.