Wzajemne oddziaływania drobnoustrojów w biofilmach wielogatunkowych

Praca poglądowa

Forum Zakażeń 2012;3(1):13–16 © Evereth Publishing, 2012

Elżbieta A. Trafny

Wzajemne oddziaływania drobnoustrojów

w biofilmach wielogatunkowych

Microbial interactions in multi-species biofilms

} Zakład Mikrobiologii Wojskowego Instytutu Higieny i Epidemiologii, ul. Kozielska 4, 01-163 Warszawa, Tel./Fax: (22) 685 32 06, e-mail: e.trafny@wihe.waw.pl

Wpłynęło: 17.02.2012 Zaakceptowano: 29.02.2012

Streszczenie: W warunkach naturalnych biofilmy rosną jako konsorcja różnych gatunków drobnoustrojów. Najlepszymi przy-kładami wielogatunkowych biofilmów u człowieka są populacje bakterii bytujące na powierzchniach zębów, w pochwie, w jamie bębenkowej w przewlekłych i nawracających zapaleniach ucha środkowego, w płucach chorych na mukowiscydozę, u których rozwinęło się bakteryjne zakażenie dolnych dróg oddechowych, na powierzchniach cewników do żywienia pozajelitowego lub innych wszczepach. Zaobserwowano je także w przewlekle za-każonych ranach i w zakażeniach dróg moczowych. Wzrost drob-noustrojów w postaci wielogatunkowych biofilmów może zwięk-szać ich wirulencję. W takich skupiskach szybciej rosnące gatunki drobnoustrojów mogą liczbowo zdominować te wolniej rosnące. Jednakże na ostateczny wynik konkurencji pomiędzy gatunkami może mieć wpływ zdolność do syntezy i wydzielania substancji bakteriobójczych przez jeden z gatunków drobnoustrojów. Osta-teczny skład jakościowy i ilościowy wielogatunkowych biofilmów ukształtowany może też zostać w wyniku porozumiewania się komórek za pomocą systemów quorum sensing. Cząsteczki auto-induktora AI-2 są wspólnymi cząsteczkami sygnalizacyjnymi dla bakterii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich. Zakłada się, że czą-steczki AI-2 mogą aktywnie uczestniczyć w powstawaniu wielo-gatunkowych biofilmów. Hipoteza ta podlega obecnie doświad-czalnej weryfikacji.

Słowa kluczowe: biofilmy wielogatunkowe | quorum sensing | zjadliwość

Abstract: In nature, biofilms grow as multi-species communities. The best examples of the multi-species biofilms within human body are the complex communities grown on teeth surfaces, in the vagina, otitis media, cystic fibrosis lung infections, parenteral nutrition feeding tubes, and on the implants surfaces. The multi-species communities have been also observed within chronic wo-unds, as well as in urine bladder infections. The growth in mixed biofilms may enhance the synthesis of bacterial virulence factors. In the mixed-species biofilm, the faster growing bacterial genera may dominate in numbers the bacteria that grow more slowly; however, the competition executed with the secreted

bacterici-dal products of one, even more slowly growing species, and the quorum sensing phenomenon that occur between different mi-croorganisms may determine which species will be a winner of the competition. The autoinducer-2 molecule (AI-2) is a common signaling molecule of quorum sensing system for both Gram-ne-gative and Gram-positive bacteria, and is probably utilized for an efficient interspecies communication. It may be hypothesized, but has not yet been proved, that AI-2 active participates in coordina-te building of multispecies biofilms.

Key words: multispecies biofilms | quorum sensing | virulence

Biofilmy występują powszechnie w środowisku; są jed-ną z form życia bakterii. W skład biofilmu mogą wchodzić drobnoustroje, które różnią się przynależnością taksono-miczną (z różnych gatunków, rodzajów, a nawet królestw), stanem fizjologicznym (komórki aktywne lub nieaktywne metabolicznie), wirulotypami, genotypami oraz wymaga-niami tlenowymi lub odżywczymi. Za pomocą technik mi-kroskopowych biofilmy można obserwować na nabłonkach wyścielających jamy ciała, w ranach, a nawet w komórkach ssaków. Ich nieodłączna cecha – zwiększona tolerancja na środki bójcze – jest przyczyną, dla której zwalczanie bio-filmów stało się jednym z najważniejszych, nierozwiązanych dotąd problemów mikrobiologii klinicznej [1]. Według da-nych Centrum Kontroli i Prewencji Zakażeń w Atlancie drobnoustroje rosnące w postaci biofilmu są czynnikami etiologicznymi ponad 60% zakażeń szpitalnych i stanowią istotne zagrożenie dla zdrowia człowieka. Mając na uwadze wysokie koszty i śmiertelność, które towarzyszą zakażeniom szpitalnym, można twierdzić, że badania biofilmów mają fundamentalne znaczenie dla zdrowia publicznego [2].

W naturze biofilmy występują najczęściej jako konsor-cja złożone z wielu gatunków drobnoustrojów. Najlepszy-mi przykładaNajlepszy-mi wielogatunkowych biofilmów u człowieka są skupiska drobnoustrojów bytujące na powierzchni zę-bów, w pochwie, w jamie bębenkowej w przewlekłych i na-wracających zapaleniach ucha środkowego, w płucach

cho-Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.

14 © Evereth Publishing, 2012 Forum Zakażeń 2012;3(1)

rych na mukowiscydozę, u których rozwinęło się bakteryjne zakażenie dolnych dróg oddechowych oraz na powierzch-niach cewników żylnych do żywienia pozajelitowego lub innych wszczepach [3].

Właściwości biofilmów wielogatunkowych nie są do-brze znane. Brak tej wiedzy uniemożliwia wykonywanie badań, w tym badań diagnostycznych w warunkach zbli-żonych do rzeczywistych, występujących podczas przewle-kłych i/ lub nawracających zakażeń, czyli z udziałem biofil-mów wielogatunkowych. Stąd wielu badaczy zwraca uwagę na pilną potrzebę badań własności biofilmów powstałych przy udziale dwóch lub więcej gatunków drobnoustro-jów [4]. Ponadto podkreśla się, że dobrze znane właściwości jednogatunkowych biofilmów, takie jak ich powolny wzrost, wysoka gęstość komórek tworzących określone struktury przestrzenne, a także obserwowana w trójwymiarowej prze-strzeni różnorodność właściwości chemicznych różnych mikrośrodowisk, mogą nie występować w biofilmach wie-logatunkowych  [5]. Porozumiewanie się komórek z wyko-rzystaniem systemów quorum sensing, za pomocą których regulowana jest wirulencja bakterii i/lub grzybów, może przebiegać w odmienny sposób w biofilmach wielogatun-kowych w porównaniu do stosunkowo dobrze poznanego przebiegu tego zjawiska w biofilmach jednogatunkowych.

Wzajemne interakcje drobnoustrojów w obrębie biofil-mów wielogatunkowych mogą być opisane jako:

– neutralne − obecność jednej populacji w żaden sposób nie wpływa na drugą populację;

– konkurencyjne – oddziaływania przynoszące niekorzystne skutki dla obu populacji, np. współzawodnictwo o składni-ki odżywcze dostępne jedynie w ograniczonym zakresie; – komensalizm − jedna populacja korzysta z obecności

innych;

– mutualizm − obie populacje korzystają nawzajem ze swojej obecności.

W najlepiej dotychczas poznanym mikrobiomie wie-logatunkowego biofilmu morskich osadów dennych

występuje każdy z wymienionych powyżej rodzajów

interakcji. Zazwyczaj w tych naturalnych zbiorowiskach od-działywania pomiędzy gatunkami drobnoustrojów są bar-dzo skomplikowane [6].

Rozwój każdego biofilmu przebiega w kilku etapach: adhezji, tworzenia mikrokolonii, dojrzewania i rozpadu. Najważniejszym i najlepiej poznanym etapem jest adhezja. Może być ona:

– specyficzna − z udziałem swoistych wiązań pomiędzy adhezynami drobnoustrojów a receptorami występują-cymi na docelowej powierzchni (w błonie cytoplazma-tycznej komórek ssaków, macierzy pozakomórkowej tkanek) lub

– niespecyficzna − za pośrednictwem sił fizycznych,

np. van der Waalsa, jako wypadkowa potencjału zeta ko-mórki bakteryjnej, itp.

Domeny białek macierzy pozakomórkowej tkanek (ECM), takich jak kolagen, laminina, witronektyna, prote-oglikany lub fibronektyna oraz białka surowicy – albumina lub fibrynogen, często są receptorami bakteryjnych adhe-zyn. Wiele gatunków chorobotwórczych bakterii ma geny kodujące adhezyny swoiste dla każdego z wymienionych powyżej białek  [7]. U wielu odmian bakterii ekspresja ge-nów kodujących adhezyny podlega regulacji przez systemy quorum sensing [8, 9], wśród nich także u gatunków bakte-rii najczęściej izolowanych z zakażeń szpitalnych.

Interakcje pomiędzy gatunkami drobnoustrojów w pro-cesie adhezji, a także wpływ sił wiązania adhezyn

po-szczególnych gatunków bakterii do miejsc docelowych

w cząsteczkach specyficznych receptorów mają wpływ

na ostateczne wyniki „wyścigu do powierzchni” bakterii, zasiedlających nowe nisze ekologiczne. Interakcje te nie są jeszcze wystarczająco poznane, a mogą mieć miejsce za-równo w czasie kolonizacji nabłonków wyścielających jamy ciała, jak i podczas zasiedlania tkanek po oparzeniu lub zra-nieniu. Poszczególne gatunki drobnoustrojów mogą kon-kurować ze sobą lub też współpracować. Jest też teoretycz-nie możliwy brak jakichkolwiek wzajemnych oddziaływań podczas jednoczasowej adhezji kilku gatunków. W trakcie powstawania płytki nazębnej, jednego z lepiej poznanych wielogatunkowych biofilmów, dla wydajnej adhezji domi-nujących w tym biofilmie gatunków bakterii z rodzajów: Streptococcus, Actinomyces, Fusobacterium, Porphyromonas i Prevotella kluczową okazała się obecność bakterii z rodza-ju Veillonella, z którymi bakterie z pozostałych rodzajów pozostawały w ścisłym, fizycznym kontakcie w dojrzewa-jącym biofilmie. Natomiast gatunki takie jak Streptococcus oralis, Streptococcus gordonii i Actinomyces oris, które jako gatunki pionierskie zasiedlają powierzchnię szkliwa, nie ro-sły w swojej wzajemnej obecności [10].

Wydajność adhezji drobnoustrojów do zasiedlanej po-wierzchni zależy między innymi od rodzaju podłoża; zatem różne gatunki bakterii mogą konkurować pomiędzy sobą podczas zasiedlania powierzchni nieożywionych, np. po-listyrenu, lecz współpracować ze sobą podczas kolonizacji powierzchni zranionych tkanek, w których eksponowanych jest wiele białek ECM. Może też wystąpić zjawisko wydaj-nego zasiedlenia powierzchni przez dwa, lub więcej, pio-nierskie gatunki bakterii, natomiast konkurencja pomiędzy gatunkami będzie miała miejsce dopiero na kolejnym etapie rozwoju biofilmu, tj. podczas formowania mikrokolonii.

Stubblefield i wsp. niedawno przedstawili wyniki ba-dań dotyczących sekwencyjnego osiedlania bakterii na po-wierzchni szkła  [11]. Autorzy ci hodowali biofilm o okre-ślonym składzie gatunkowym i stwierdzili, że hodowla taka wymaga zasiedlenia docelowej powierzchni przez wybrane gatunki bakterii w określonej kolejności: Escherichia coli, a następnie wegetatywne komórki Bacillus subtilis, lub też jako pierwszy gatunek zasiedlający − E. coli, a jako drugi

Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.

15 © Evereth Publishing, 2012

Forum Zakażeń 2012;3(1)

−  Pseudomonas aeruginosa. Wówczas w dojrzałym biofil-mie proporcje ilościowe bakterii poszczególnych gatunków były podobne jak w trakcie kolonizacji. Jest to pierwszy i jak dotąd jedyny opublikowany raport na temat celowo hodo-wanego wielogatunkowego biofilmu o określonym składzie. Wielogatunkowe biofilmy mają zazwyczaj większą

gru-bość w porównaniu do tych jednogatunkowych.

Dwu-gatunkowy biofilm P.  aeruginosa i Klebsiella pneumoniae ma 400 μm grubości, jednogatunkowy biofilm P. aerugino-sa − 29 μm, natomiast biofilm utworzony przez K. pneu-moniae − 100 μm grubości  [12]. Wzrost bakterii w biofil-mach dwugatunkowych może także zwiększać wydajność syntezy niektórych bakteryjnych czynników wirulencji: we wspólnej hodowli in vitro drożdżaka Candida albicans i metycylinoopornego szczepu Staphylococcus aureus me-todami proteomiki wykazano wzmożoną syntezę 27 białek gronkowca, w tym również czynników zjadliwości  [13]. Wspólny wzrost S. aureus i P. aeruginosa w biofilmie w mo-delowym odcewnikowym zakażeniu dróg moczowych pro-wadził do ponad 1800-krotnego zwiększenia syntezy egzo-toksyny A w porównaniu do poziomu ekspresji kodującego ją genu w jednogatunkowym biofilmie P. aeruginosa  [14]. Niektóre gatunki, takie jak bakterie z rodzajów Lactobacillus i Streptococcus, rosną we wspólnych hodowlach bez żadnych wzajemnych oddziaływań [6].

Podczas rozwoju dojrzałego biofilmu mikrokolonie mogą rosnąć tak szybko, jak tylko namnażają się tworzące je drob-noustroje. Dostępność składników odżywczych i inne wa-runki środowiskowe, takie jak temperatura, stężenie tlenu lub jonów żelaza, mogą wpływać na wynik współzawod-nictwa podczas jednoczesnego wzrostu różnych gatunków i wskazać gatunek „zwycięski”, który będzie dominował li-czebnie w społeczności biofilmu. Na wynik współzawodnic-twa pomiędzy gatunkami mogą mieć też wpływ produkty o własnościach bójczych wytwarzane przez jeden z współ-tworzących biofilm gatunków. Przykładowo: P. aeruginosa ma zdolność indukcji autolizy komórek S. aureus i pozy-skania jonów żelaza z białek uwolnionych z cytoplazmy ko-mórek gronkowca, co może stanowić o przewadze tego ga-tunku [15]. Pałeczki P. aeruginosa syntetyzują też siderofory (piochelinę i piowerdynę), hamujące wzrost wielu szczepów Schewanella putrefaciens wskutek współzawodnictwa o jony żelaza, które w warunkach naturalnych są dostępne jedynie w bardzo niskich stężeniach [16].

Jest też możliwe, że komunikacja za pomocą sygnałów chemicznych pomiędzy gatunkami drobnoustrojów osta-tecznie określi skład ilościowy i jakościowy dojrzałej struk-tury biofilmu. Quorum sensing jest systemem regulacyjnym, który dzięki konstytutywnie wydzielanym i w sposób ciągły „odczuwanym” przez drobnoustroje małym cząsteczkom chemicznym, tzw. autoinduktorom, pozwala pojedynczej komórce bakterii komunikować się z innymi komórkami tego samego gatunku (innych gatunków bakterii lub nawet

organizmów eukariotycznych) i koordynować określone za-chowanie poprzez indukcję lub represję określonych genów. Systemy quorum sensing są aktywne w biofilmach [17, 18].

Komunikacja między bakteriami tego samego gatun-ku zachodzi za pośrednictwem specyficznych cząsteczek autoinduktorów (AI-1). P. aeruginosa wykorzystuje trzy różne systemy quorum sensing LasI/LasR, RhlI/RhlR oraz system PQS, które są hierarchicznie zależne i mogą się wzajemnie regulować. Cząsteczki komunikacyjne AI-1 w systemach LasI/LasR, RhlI/RhlR pod względem budowy chemicznej są zaliczane do laktonów homoseryny i należą do dużej grupy specyficznych dla gatunku autoindukto-rów bakterii Gram-ujemnych. Komórki S. aureus i innych bakterii Gram-dodatnich komunikują się pomiędzy sobą w obrębie gatunku za pomocą krótkich peptydów sygnało-wych  [19]. Cząsteczki autoinduktora-2 (AI-2) są wykorzy-stywane do sygnalizacji zarówno przez komórki bakterii Gram- ujemnych, jak i Gram-dodatnich i najprawdopodob-niej mogą też służyć do wzajemnej komunikacji pomiędzy gatunkami. Obecnie testowana jest hipoteza  [20], że czą-steczki AI-2 mogą uczestniczyć w koordynacji powstawania mikrokolonii oraz w innych procesach zachodzących w wie-logatunkowych biofilmach, np. w horyzontalnym transferze genów  [21, 22]. W genomie E. coli nie zidentyfikowano dotychczas genu kodującego cząsteczki AI-1; jednak ente-rokrwotoczne szczepy tego gatunku bakterii są w stanie ko-munikować się pomiędzy sobą za pomocą cząsteczek AI- 2, wyczuwać cząsteczki AI-1 innych gatunków bakterii, jak również cząsteczki norepinefryny i epinefryny wydzielane przez gospodarza w trakcie rozwoju zakażenia [23]. Komór-ki E. coli mogą reagować na obecność cząsteczek autoinduk-tora C4- HSL (typu AI-1), wydzielanych przez P. aeruginosa, hamując proces tworzenia biofilmu w pożywce Luria-Ber-taniego  [24]. Pałeczki Burkholderia cepacia, oportuni-stycznego patogenu dolnych dróg oddechowych są zdolne do wykrywania sygnałów chemicznych systemów quorum sensing P.  aeruginosa, współistniejącego patogenu w zaka-żeniach płuc u chorych na mukowiscydozę [25]. Są to tylko wybrane przykłady ilustrujące znaczenie systemów komu-nikacyjnych quorum sensing w oddziaływaniach pomiędzy różnymi gatunkami drobnoustrojów, jakie mają lub mogą mieć znaczenie w wielogatunkowych biofilmach.

Ponadto, w rozważaniach na temat interakcji pomiędzy bakteriami należy mieć na uwadze, że zjawisko współza-wodnictwa obserwowane jest też pomiędzy różnymi klona-mi jednego gatunku bakterii, np. dla komórek sąsiadujących kolonii Proteus mirabilis, jak i u pałeczek P. aeruginosa [26].

Ostatnio w wyniku badań Paenibacillus dendritiformis

stwierdzono, że jeden z fenotypów (fenotyp I) tych bakterii wytwarza bakteriobójcze białko Slf w warunkach ograni-czonego dostępu do składników odżywczych. Na aktywność bójczą tego białka podatne są komórki bakterii fenotypu odmiennego (fenotypu II), które eliminowane są z hodowli

Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.

16 © Evereth Publishing, 2012 Forum Zakażeń 2012;3(1)

mieszanych [27]. W naturalnie występujących populacjach laseczek Bacillus subtilis pod wpływem związków przeciw-bakteryjnych wytwarzanych przez inne drobnoustroje po-jawia się subpopulacja komórek, tzw. kanibali, która wytwa-rza toksyny bójcze dla siostwytwa-rzanych komórek tego samego gatunku. Korzystając ze składników odżywczych pozyska-nych w wyniku rozkładu zabitych komórek B. subtilis, sub-populacja kanibali wytwarza intensywnie macierz pozako-mórkową, tworzy biofilm i opóźnia rozpoczęcie procesu sporulacji. Jest to jeden z mechanizmów przetrwania tych drobnoustrojów w środowisku naturalnym [28].

Biorąc pod uwagę dostępną obecnie wiedzę na temat bio-filmów wielogatunkowych, można przyjąć założenie, że dal-sze badanie interakcji pomiędzy drobnoustrojami przybliży nas do poznania rzeczywistych warunków wzrostu bakterii i grzybów, zarówno w środowisku naturalnym i wytworzo-nym na skutek działalności człowieka, jak i w zmienionych chorobowo tkankach i narządach. Pozwoli to na opraco-wanie nowych, potencjalnie bardziej skutecznych strategii zwalczania chorobotwórczych drobnoustrojów, jak i ogra-niczania wzrostu szkodliwych biofilmów w wielu gałęziach przemysłu.

Konflikt interesów: nie zgłoszono.

Piśmiennictwo

1. Bose S, Ghosh AK. Biofilms: a challenge to medical science. J Clin Diagn Res 2011;5(1):127−130.

2. Häussler S, Parsek MR. Biofilms 2009: new perspectives at the he-art of surface-associated microbial communities. J Bacteriol 2010;192(12):2941−2949.

3. Peters BM, Jabra-Rizk MA, O’May, Costerton JW, Shirtliff ME. Polymicro-bial interactions: impact on pathogenesis and human disease. Clin Mi-crobiol Rev 2012;25(1):193−213.

4. Hibbing ME, Fuqua C, Parsek MR, Peterson SB. Bacterial competition: su-rviving in the microbial jungle. Nature Rev Microbiol 2010;8(1):15−25. 5. Kay MK, Erwin TC, McLean RC, Aron GM. Bacteriophage ecology in

Esche-richia coli and Pseudomonas aeruginosa mixed-biofilm communities.

Appl Environ Microbiol 2011;77(3):821−829.

6. James GA, Beaudette L, Costerton JW. Interspecies bacterial interactions in biofilms. J Ind Microbiol 1995;15:257−262.

7. Henderson B, Nair S, Pallas J, Williams MA. Fibronectin: a multidomain host adhesin targeted by bacterial fibronectin-binding proteins. FEMS Microbiol Rev 2011;35(1):147−200.

8. Kuehl R, Al-Bataineh S, Gordon O et al. Furanone at subinhibitory con-centrations enhances staphylococcal biofilm formation by luxS repres-sion. Antimicrob Agents Chemother 2009;53(10):4159−4166. 9. Pinkston KL, Gao P, Diaz-Garcia D et al. The Fsr quorum-sensing

sys-tem of Enterococcus faecalis modulates surface display of the colla-gen-binding MSCRAMM Ace through regulation of gelE. J Bacteriol 2011;193(17):4317−4325.

10. Kolenbrander PE. Multispecies communities: interspecies interactions influence growth on saliva as sole nutritional source. Int J Oral Sci 2011;3(2):49−54.

11. Stubblefield BA, Howery KE, Islam BN, Santiago AJ, Cardenas WE, Gil-bert ES. Constructing multispecies biofilms with defined composi-tions by sequential deposition of bacteria. Appl Microbiol Biotechnol 2010;86(6):1941−1946.

12. Murga R, Stewart PS, Daly D. Quantitative analysis of biofilm thickness variability. Biotechnol Bioeng 1995;45(6):503−510.

13. Peters BM, Jabra-Rizk MA, Scheper MA, Leid JG, Costerton JW, Shirtliff ME. Microbial interactions and differential protein expression in

Staphy-lococcus aureus − Candida albicans dual-species biofilms. FEMS Immunol

Med Microbiol 2010;59(3):493−503.

14. Goldsworthy MJH. Gene expression of Pseudomonas aeruginosa and MRSA within a catheter-associated urinary tract infection biofilm model. Biosci Horizons 2008;1(1):28−37.

15. Mashburn LM, Jett AM, Akins DR, Whiteley M. Staphylococcus aureus se-rves as an iron source for Pseudomonas aeruginosa during in vivo cocul-ture. J Bacteriol 2005;187(2):554−566.

16. Gram L. Siderophore-mediated iron sequestering by Shewanella

putrefa-ciens. Appl Environ Microbiol 1994;60(6):2132−2136.

17. Nadell CD, Xavier JB, Levin SA, Foster KR. The evolution of quorum sen-sing in bacterial biofilms. PloS Biol 2008;6(1):e14.

18. Lazar V. Quorum sensing in biofilms – how to destroy the bacterial cita-dels or their cohesion/power? Anaerobe 2011;17(6):280−285. 19. George EA, Muir TW. Molecular mechanisms of agr quorum sensing in

virulent staphylococci. Chembiochem 2007;8(8):847−855.

20. Schauder S, Bassler BL. The languages of bacteria. Genes Dev 2001;15(12):1468−1480.

21. Antonova ES, Hammer BK. Quorum-sensing autoinducer molecules pro-duced by members of a multispecies biofilm promote horizontal gene transfer to Vibrio cholerae. FEMS Microbiol Lett 2011;322(1):68−76. 22. Sivakumar KK, Jesudhasan PR, Pillai SD. Detection of autoinducer

(AI- 2)- like activity in food samples. Methods Mol Biol 2011;692:71−82. 23. Kendall MM, Rasko DA, Sperandio V. Global effects of the cell-to-cell

signaling molecules autoinducer-2, autoinducer-3, and epinephrine in a luxS mutant of enterohemorrhagic Escherichia coli. Infect Immun 2007;75(10):4875−4884.

24. Wood TK, Bentley WE. Signaling in Escherichia coli biofilms. In: Kjelleberg S, Givskov M (ed.). The biofilm mode of life. Mechanisms and adapta-tions. Horizon Bioscience, Norfolk, 2007, pp. 123−140.

25. Yang L, Liu Y, Wu H, Hóiby N, Molin S, Song ZJ. Current understanding of multi-species biofilms. Int J Oral Sci 2011;3(2):74−81.

26. Gibbs KA, Urbanowski ML, Greenberg EP. Genetic determi-nants of self identity and social recognition in bacteria. Science 2008;321(5886):256−259.

27. Be’er A, Florin EL, Fisher CR, Swinney HL, Payne SM. Surviving bacterial sibling rivalry: inducible and reversible phenotypic switching in

Paeni-bacillus dendritiformis. MBio 2011;2(3):e00069−11.

28. López D, Vlamakis H, Losick R, Kolter R. Cannibalism enhances biofilm development in Bacillus subtilis. Mol Microbiol 2009;74(3):609−618.

Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.