K
ATARZYNAS
OBIERAJSKAi S
TANIS£AWF
ABCZAK Zak³ad Biologii KomórkiInstytut Biologii Doœwiadczalnej im. M. Nenckiego PAN Pasteura 3, 02-093 Warszawa
e-mail: k.sobierajska@nencki.gov.pl s.fabczak@nencki.gov.pl
KANA£Y JONOWE AKTYWOWANE PRZEZ CYKLICZNE NUKLEOTYDY WPROWADZENIE
Kana³y jonowe, bezpoœrednio aktywowane przez cykliczne nukleotydy (ang. cyclic nucleo-tide gated channels, CNG), zosta³y po raz pierwszy zidentyfikowane w komórkach foto-receptorowych i komórkach wêchowych krê-gowców w po³owie lat 80. ubieg³ego stulecia. W 1985 r. FESENKOze wspó³pracownikami wy-kaza³, ¿e w aktywacji kana³ów jonowych w prê-cikach siatkówki oka krêgowców bezpoœred-nio uczestniczy cykliczny 3’,5’-monofosforan guanozyny (cGMP). Tym samym zosta³a pod-wa¿ona, uznawana dotychczas teoria, w której zak³adano, ¿e aktywacja kana³ów jonowych po-œrednicz¹cych w przekazywaniu sygna³u œwietlnego nastêpuje w wyniku fosforylacji z udzia³em kinaz bia³kowych zale¿nych od cy-klicznych nukleotydów (RASMUSSEN i GOODMAN1977). W 1985 r. stwierdzono tak¿e obecnoœæ tego typu kana³ów w czopkach, dru-gim typie komórek fotoreceptorowych siat-kówki oka krêgowców (COBBS i wspó³aut. 1985, HAYNESi YAU1985). Natomiast dwa lata póŸniej NAKAMURAi GOLD(1987) wykazali ist-nienie kana³ów aktywowanych przez cyklicz-ne nukleotydy w komórkach nab³onka wêcho-wego. Obecnie wiadomo, ¿e kana³y jonowe ak-tywowane przez cykliczne nukleotydy mog¹ wystêpowaæ równie¿ w komórkach fotorecep-torowych wielu bezkrêgowców. Uda³o siê je zi-dentyfikowaæ u Drosophila melanogaster (BAUMANN i wspó³aut. 1994, MIYAZU i
wspó³aut. 2000), Ceanorabditis elegans (WILSON i wspó³aut. 1994), Limulus (CHEN i wspó³aut. 1999), miêczaków (GOTOW i NISHI
1991, GOTOWi wspó³aut. 1994) oraz u g³owo-nogów (HUPPERTZ1995). Obecnoœæ tego typu kana³ów jonowych nie ogranicza siê jedynie do komórek sensorycznych, zosta³y one znalezio-ne m. in. w komórkach buduj¹cych ró¿znalezio-ne prze-dzia³y mózgu, w plemnikach krêgowców i bez-krêgowców, w nerce (KAUPPi SEIFERT 2002). Najnowsze doniesienia stwierdzaj¹, ¿e w roœli-nach, Arabidopsis thaliana (LENGi wspó³aut. 1999), oraz u orzêsków, Stentor coeruleus
(KOPROWSKI i wspó³aut. 1997, WALERCZYK i wspó³aut. 2000), równie¿ wystêpuj¹ kana³y jo-nowe aktywowane przez cykliczne nukleoty-dy.
Oprócz kana³ów jonowych aktywowanych bezpoœrednio poprzez przy³¹czenie cz¹steczek cyklicznego nukleotydu do bia³ka tworz¹cego kana³ jonowy, znana jest druga grupa kana³ów jonowych, nazwanych kana³ami modulowany-mi przez cykliczne nukleotydy. W odró¿nieniu od kana³ów CNG, w tej grupie kana³ów jono-wych aktywacja nastêpuje przez zmianê napiê-cia elektrycznego na b³onie komórkowej, a przy³¹czenie cz¹steczki cyklicznego nukleoty-du zmienia jedynie prawdopodobieñstwo otwarcia kana³u jonowego (FINN i wspó³aut. 1996). Kana³y tego typu zlokalizowano m. in. w komórkach miêœnia sercowego, j¹der i nerek
Numer 2-3 (259-260)
ssaków (AHMAD i wspó³aut. 1990; D IFRAN-CESCOi TORTORA1991; MARUNAKAi wspó³aut. 1991; BIEL i wspó³aut. 1993, 1994).
W artykule tym g³ówna uwaga zostanie po-œwiêcona kana³om jonowym aktywowanym przez cykliczne nukleotydy, wystêpuj¹cym w
ko-mórkach sensorycznych uk³adu wzrokowego (prêciki i czopki siatkówki) i wêchowego krê-gowców. Szczegó³owo omówimy strukturê kana³ów CNG, sekwencjê aminokwasow¹, a tak¿e stopieñ wra¿liwoœci na bodŸce, sposoby aktywacji i modulacji oraz selektywnoœæ jonow¹.
FUNKCJA KANA£ÓW CNG W KOMÓRKACH FOTORECEPTOROWYCH KRÊGOWCÓW
Kana³y jonowe aktywowane przez cGMP wystêpuj¹, jak podano na wstêpie artyku³u, w b³onie komórkowej zarówno prêcików, jak i czopków, czyli w obu typach komórek fotore-ceptorowych krêgowców (COBBS i wspó³aut. 1985, FESENKOi wspó³aut. 1985, HAYNESi YAU
1985, YAU i BAYLOR 1989).
Omawiane komórki fotoreceptorowe wy-kazuj¹ wyraŸn¹ polaryzacjê budowy oraz funk-cji. Sk³adaj¹ siê one z dwóch segmentów, zew-nêtrznego i wewzew-nêtrznego, po³¹czonych ze sob¹ zmodyfikowan¹, nieruchom¹ rzêsk¹. Seg-ment wewnêtrzny w obu typach komórek zbu-dowany jest podobnie. Mieszcz¹ siê w nim or-ganelle niezbêdne komórce do funkcjonowa-nia, m. in. aparat Golgiego, siateczka endopla-zmatyczna oraz mitochondria. W tej czêœci ko-mórki zlokalizowane jest tak¿e j¹dro, po³o¿one w pobli¿u elementu presynaptycznego (Ryc. 1) (PETERSi wspó³aut. 1983).
B³ona komórkowa segmentu zewnêtrzne-go czopków, stanowi¹ca w tych komórkach je-dyny wra¿liwy na œwiat³o uk³ad, wpukla siê przesz³o tysi¹ckrotnie, w znakomity sposób zwiêkszaj¹c swoj¹ powierzchniê (Ryc. 1B) (RAYERi wspó³aut. 1990). W segmencie zew-nêtrznym prêcików mo¿na natomiast wyró¿-niæ dwa oddzielone od siebie, fotoczu³e syste-my. Jeden system stanowi b³ona komórkowa, a drugi, to równolegle do siebie u³o¿one dyski, których liczba w jednej komórce mo¿e docho-dziæ do oko³o tysi¹ca. S¹ to zamkniête, sp³asz-czone cysterny o gruboœci ok. 15 nm i odleg³e od siebie o ok. 15 nm. W dyskach mieszcz¹ siê bia³ka szlaku fotoreceptorowego, rodopsyna (R) oraz transducyna (T), specyficzne dla ko-mórek fotoreceptorowych oraz heterotrime-ryczne bia³ko G, wi¹¿¹ce GTP (
R
OOFi HEUSER1982, STRYER1999). Stymulacja œwiat³em adap-towanych do ciemnoœci prêcików prowadzi do hiperpolaryzacji b³ony komórkowej i gene-racji potencja³u fotoreceptorowego. Zmiany elektryczne na b³onie komórkowej s¹ konse-kwencj¹ zamkniêcia kana³ów jonowych akty-wowanych przez cGMP. U podstaw tego zjawi-ska le¿y dobrze poznany szlak enzymatyczny, który inicjowany jest absorpcj¹ fotonów przez fotoreceptor, rodopsynê. Fotoaktywacja re-ceptora prowadzi do wymiany GDP na GTP w transducynie i oddysocjowaniea-podjednostki (Ta) tego bia³ka. W stanie aktywnym Ta akty-wuje fosfodiesterazê (PDE), enzym hydroli-zuj¹cy cGMP do GMP, w wyniku czego nastê-puje spadek poziomu cGMP w komórce. W ciemnoœci poziom cGMP w komórkach fotore-ceptorowych krêgowców utrzymuje siê na wy-sokim poziomie, wynosz¹cym, np. 40,7 pmo-li/mg bia³ka u ¿aby (KILBRIDE1980) i 146-155 pmoli/mg bia³ka u ropuchy (COHENi B LAZYN-SKI1988), co zapewnia wysycenie wszystkich miejsc wi¹zania tego nukleotydu w cz¹steczce bia³ka kana³owego i utrzymuje kana³ w stanie otwartym. Obni¿enie poziomu cGMP w cyto-plazmie po stymulacji œwiat³em powoduje zmniejszenie prawdopodobieñstwa
przy³¹cze-Ryc. 1. Schemat budowy komórek fotoreceptoro-wych siatkówki oka A — prêcik, B — czopek (wg PETERSA i wspó³aut. 1983, RAYERA i wspó³aut. 1990, zmodyfikowane)
nia cyklicznego nukleotydu do miejsc wi¹zania w bia³ku buduj¹cym kana³ jonowy. W konse-kwencji tego nastêpuje zablokowanie wp³ywu jonów Na+ i Ca2+do wnêtrza komórki fotore-ceptorowej. Stê¿enie Ca2+w komórce w ciem-noœci wynosi 300–500 nM. Zamkniêcie CNG kana³ów, przy stale dzia³aj¹cym systemie AT-P-az i wymienników jonowych reguluj¹cych wyp³yw jonów na zewn¹trz komórki, prowa-dzi do redukcji stê¿enia kationów w cytopla-zmie (np. stê¿enie Ca2+waha siê miêdzy 30–50 nM), co powoduje hiperpolaryzacjê b³ony ko-mórkowej (Ryc. 2) (PUGH i LAMB 1993).
Obni¿enie stê¿enia jonów wapnia w komór-ce fotorekomór-ceptorowej w wyniku stymulacji œwietlnej w³¹cza mechanizm ujemnego sprzê¿e-nia zwrotnego, który kontroluje proces przeka-zywania sygna³u œwietlnego poprzez
nastê-puj¹ce trzy procesy. Po pierwsze, obni¿enie po-ziomu jonów wapnia w komórkach fotorecep-torowych stymuluje cyklazê guanylanow¹, któ-rej aktywnoœæ regulowana jest przez dwa bia³ka wi¹¿¹ce wapñ, znane jako bia³ka aktywuj¹ce cy-klazê guanylanow¹ (ang. GC-activating prote-ins, GCAP1 i GCAP2) (KOCH1992, PALCZEWSKIi
wspó³aut. 2000). Po drugie, czas ¿ycia aktywnej formy fosfodiesterazy ulega skróceniu w wyni-ku fosforylacji fotoaktywnej rodopsyny przez kinazê rodopsynow¹ przy udziale kolejnego bia³ka wi¹¿¹cego wapñ, rekoweryny (KOCH
1992). W koñcu ostatni proces kontrolowany przez Ca2+, w którym uczestniczy trzecie bia³ko wi¹¿ace wapñ, kalmodulina, powoduje, ¿e wraz ze spadkiem poziomu jonów Ca2+ w komórce nastêpuje wzrost wra¿liwoœci kana³u na wi¹za-nie cGMP (MOLDAY1996, HSUi MOLDAY1993). Wszystkie procesy s¹ odpowiedzialne za przy-wrócenie stanu komórki sprzed stymulacji œwiat³em (PUGH i LAMB 1993).
W drugim typie komórek fotoreceptoro-wych krêgowców, czopkach, proces przekazy-wania sygna³u œwietlnego przebiega bardzo podobnie. Bior¹ w nim udzia³ izomeryczne
for-my tych safor-mych bia³ek. Jednak wra¿liwoœæ czopków na œwiat³o jest od trzydziestu do stu razy ni¿sza ni¿ ma to miejsce w prêcikach. Prawdopodobnie mo¿e to byæ zwi¹zane z usta-leniem na ró¿nym poziomie homeostazy wap-niowej w tych obu typach komórek fotorecep-torowych (KAUPP i SEIFERT 2002).
FUNKCJA KANA£ÓW CNG W KOMÓRKACH WÊCHOWYCH KRÊGOWCÓW
Komórki wêchowe krêgowców mog¹ pos³u¿yæ jako przyk³ad przekazywania bodŸ-ców chemicznych z udzia³em kana³ów akty-wowanych przez cykliczne nukleotydy. W na-b³onku nerwowym okolicy wêchowej znaj-duj¹ siê dwubiegunowe komórki czuciowe, nazywane wêchowymi. Pojedynczy dendryt dochodzi do powierzchni neuroepitelium, a
pojedynczy akson biegnie a¿ do opuszki wê-chowej. Ze szczytu dendrytu wyrasta od 20–50 rzêsek, które ³¹cz¹ siê ze œluzem pokry-waj¹cym powierzchniê nab³onka. W rzêskach tych nastêpuje przetworzenie dochodz¹cej do nich informacji chemicznej (odorant) na sy-gna³ elektryczny (PRASADi REED1999). Rzêski w komórkach wêchowych pe³ni¹ podobn¹
Ryc. 2. Fragment prêcika siatkówki oka krêgowców z widoczn¹ czêœci¹ dysku i b³ony komórkowej w dwóch stanach fizjologicznych (dok³adny opis w tekœcie).
A — w ciemnoœci, B — w œwietle oznaczenia: R — rodopsyna, T — transducyna (a, b, g — podjednostki), PDE — fosfo-diesteraza.
funkcjê do tej, jak¹ spe³niaj¹ zewnêtrzne seg-menty w prêcikach siatkówki oka. Odorant, wi¹¿¹c siê z mieszcz¹cym siê w b³onie komór-ki wêchowej chemoreceptorem, aktywuje bia³ko G (Golf), które z kolei stymuluje cyklazê adenylanow¹ typu III (ACIII). Pod wp³ywem dzia³ania cyklazy dochodzi do wzrostu pozio-mu cAMP w komórce, aktywacji kana³ów jo-nowych zale¿nych od cyklicznych
nukleoty-dów i nap³ywu do komórki jonów sodu i wap-nia. Efektem tych zmian w b³onie komórko-wej jest jej depolaryzacja. Dodatkowo, wzro-stowi stê¿enia jonów wapnia w cytoplazmie towarzyszy aktywacja zale¿nych od Ca2+
kana³ów jonowych przewodz¹cych jony chlo-ru (Ryc. 3). Wyp³yw Cl–z komórki pog³êbia jej depolaryzacjê i zwiêksza amplitudê poten-cja³u chemoreceptorowego. Wzrost stê¿enia Ca2+ dzia³a, w przypadku komórek wêcho-wych, równie¿ jako regulator ujemnego sprzê-¿enia zwrotnego. Po pierwsze, obni¿a wra¿li-woœæ kana³ów aktywowanych przez cykliczne nukleotydy na dzia³anie ligandu oraz
stymulu-je hydrolizê cAMP poprzez aktywowanie fos-fodiesterazy cyklicznych nukleotydów. Oba procesy kontrolowane s¹ za poœrednictwem bia³ka wi¹¿¹cego wapñ, kalmoduliny (MENINI
1999, KAUPP i SEIFERT 2002).
BUDOWA MOLEKULARNA KANA£ÓW CNG
Natywne kana³y jonowe aktywowane przez cykliczne nukleotydy zbudowane s¹ z dwóch typów podjednostek (a i b lub A i B) two-rz¹cych zawsze heterotetramer, przy czym udzia³ poszczególnych podjednostek w jego tworzeniu jest ró¿ny w zale¿noœci od typu ko-mórek (patrz Ryc. 6, 7) (GORDON i ZAGOTTA
1995a). Kana³y CNG u ssaków kodowane s¹ przez 6 ró¿nych genów. Poniewa¿ pocz¹tkowy system nazewnictwa podjednostek kana³ów by³ doœæ zagmatwany, zosta³ on niedawno zno-welizowany(RICHARDSi GORDON2000). Pod-jednostki podzielono na dwie grupy. Do pierw-szej zaliczono te, które mog¹ samodzielnie tworzyæ kana³y jonowe — podklasa A (dawniej a), z wyj¹tkiem podjednostki A4, do drugiej,
podjednostki, które nie s¹ w stanie samodziel-nie utworzyæ kana³ów jonowych — B (dawsamodziel-niej b). Poszczególne podjednostki nale¿¹ce do da-nej podgrupy nazywane s¹ kolejnymi liczbami (Tabela 1).
Oczyszczenie bia³ka kana³u regulowanego przez cGMP z prêcika siatkówki oka wo³u (COOKi wspó³aut. 1986, 1987) oraz sklonowa-nie jego cDNA (KAUPPi wspó³aut. 1989), sta³y siê podstaw¹ do okreœlenia struktury tych kana³ów jonowych. Na podstawie rozdzia³u na ¿elu poliakrylamidowym w obecnoœci SDS, zi-dentyfikowano bia³ko o masie cz¹steczkowej oko³o 63 kDa. Okaza³o siê, ¿e jest to podjed-nostka A1 kana³u jonowego. Jednak w oparciu o sekwencje cDNA masê tej podjednostki
okre-Ryc. 3. Schemat przekszta³cania sygna³u w komórkach wêchowych krêgowców z udzia³em cAMP. Ca2+— jony wapnia, Na+— jony sodowe, Cl– — jony chlorkowe, OR — receptor wêchowy, Golf— bia³ko Golf, ACIII-cyklaza adenylanowa, CNG A2aA4B1— kana³ aktywowany przez cykliczne nukleotydy (A2aA4B1 — podjednostki kana³u), PDE1C2 — zale¿na od kalmoduliny fosfodiesteraza, CaM — kalmodulina.
œlono na 79,6 kDa (690 aminokwasów). MOLDAYi wspó³pracownicy (1991) zak³adaj¹, ¿e ró¿nica ta mo¿e wynikaæ z potranslacyjnej modyfikacji bia³ka, w trakcie której dochodzi do usuniêcia 92 aminokwasów na N-koñcu. Podjednostkê A1 zlokalizowano w zewnêtrz-nym segmencie komórek fotoreceptorowych siatkówki oka, m. in. u cz³owieka, szczura oraz myszy (KUSAKA i wspó³aut. 1996, YU i
wspó³aut. 1996, WISSINGER i wspó³aut. 1997,
GERSTNER i wspó³aut. 2000). Krótsz¹ formê podjednostki A1 znaleziono w ekstrakcie z oka kury (BÖNIGK i wspó³aut. 1993).
W przypadku podjednostki B1, która wystê-puje, jako produkt alternatywnego sk³adania genów, w co najmniej dwóch zasadniczych wa-riantach, B1a i B1b, sytuacja jest bardziej skom-plikowana. W prêcikach siatkówki polipeptyd o masie cz¹steczkowej 240 kDa zosta³ zidenty-fikowany jako podjednostka B1a (KÖRSCHENi wspó³aut. 1995). Ma on unikaln¹, dwuczê-œciow¹ strukturê, nie wystêpuj¹c¹ w innych podjednostkach B tworz¹cych kana³y CNG (Ryc. 4). CytoplazmatycznyN-koniec, okreœla-ny terminem GARP, ma masê cz¹steczkow¹ 102,3 kDa i zbudowany jest z 909 aminokwa-sów. Wykazuje on bardzo wysoki stopieñ po-dobieñstwa do dwóch rozpuszczalnych form bia³ka bogatego w kwas glutaminowy (ang. glu-tamic acid rich protein, GARP1i GARP2), spe-cyficznie wystêpuj¹cych jedynie w prêcikach siatkówki. Ró¿ne formy tego bia³ka powstaj¹ zapewne w wyniku alternatywnego sk³adania genów. Domena GARP, wchodz¹ca w sk³ad podjednostki B1a prêcika, sk³ada siê z czterech krótkich, oko³o piêtnastoaminokwasowych powtórzeñ bogatych w prolinê. S¹ to
sekwen-cje silnie konserwowane. Istnieje przypuszcze-nie, ¿e powtórzenia te s¹ zwi¹zane z od-dzia³ywaniami bia³ko-bia³ko pomiêdzy GARP i fosfodiesteraz¹, cyklaz¹ guanylanowa z kaset¹ wi¹¿¹c¹ ATP specyficznego dla siatkówki transportera (ABCR) (KÖRSCHEN i wspó³aut. 1999).Ró¿nice miêdzy B1a i B1b dotycz¹ N-ko-ñca i zwi¹zane s¹ z brakiem domeny GARP. Krótszy wariant (B1b), w którym na N-koñcu
wystêpuje polipeptyd o masie cz¹steczkowej 70,8 kDa zawieraj¹cy 623 aminokwasy, zlokali-zowany zosta³ w komórkach wêchowych i sma-kowych. Oprócz domeny GARP, na N-koñcu zlokalizowano równie¿ domenê wi¹¿¹c¹ kal-modulinê. Koniec karboksylowy podjednostki B nosi nazwêb-odcinka i jest we wszystkich wa-riantach homologiczny do A1 (CHEN i wspó³aut. 1993,MOLDAYi HSU1995, KAUPPi SEIFERT 2002).
Kana³y CNG, ze wzglêdu na sposób aktywa-cji, zaliczane s¹ do tzw. klasy kana³ów jono-wych aktywowanych poprzez przy³¹czenie li-gandu (cAMP lub cGMP). Jednak strukturalnie podobne s¹ one do zale¿nych od napiêcia b³onowych kana³ów potasowych typu shaker (NUMA 1989, EISMANN i wspó³aut. 1993, R AN-GANATHAN 1994, BIELi wspó³aut. 1995). Pod-jednostka A i homologiczny do niej C-koniec podjednostki B zbudowane s¹ z szeœciu transb³onowych, hydrofobowych fragmen-tów, oznaczanych od S1 do S6, po³¹czonych ze sob¹ hydrofilowymi pêtlami wychodz¹cymi poza obszar b³ony (Ryc. 4, 5). Segment S4, tj. tzw. sonda napiêciowa, jest zbudowany z czte-ro- b¹dŸ te¿ piêciokrotnie powtarzaj¹cych siê sekwencji aminokwasowych, utworzonych z dodatnio na³adowanych reszt argininy lub
ny, rozdzielonych przez dwa hydrofobowe aminokwasy (KAUPP 1997, JAN i JAN 1990, GOULDING i wspó³aut. 1993, BIEL i wspó³aut.
1995). W kanale potasowym regulowanym na-piêciem, domena ta sk³ada siê z siedmiu powta-rzaj¹cych siê sekwencji aminokwasowych. Obejmuje ona ca³¹ gruboœæ b³onowej
dwuwar-stwy lipidowej. Do niedawna uwa¿ano, ¿e pod-czas depolaryzacji b³ony komórkowej helisa w segmencie S4 wykonuje rotacjê o 180o odchy-laj¹c siê nieznacznie w stosunku do
p³aszczy-zny rotacji. Ruch ten by³by wystarczaj¹cy do umo¿liwienia transferu dodatniego ³adunku z wnêtrza komórki do œrodowiska (CHA i
wspó³aut. 1999, GLAUNER i wspó³aut. 1999). Jednak ostatnio zespó³ MacKinnona na podsta-wie analizy krystalograficznej kana³u K+ zale-¿nego od napiêcia z Aeropyrum pernix
(termo-filna archaebakteria) zaproponowa³ odmienny mechanizm odpowiedzialny za otwarcie kana³ów regulowanych zmianami napiêcia na b³onie komórkowej. Por kana³u przewodz¹cy
Ryc. 4. Ró¿nice strukturalne pomiêdzy podjednostkami kana³ów aktywowanych przez cykliczne nu-kleotydy.
Nomenklatura wg KAUPPAi SAIFERTA2002.
Ryc. 5. Model podjednostki kana³u aktywowanego przez cykliczny GMP.
S1–S6 — segmenty transb³onowe, P — por kana³u, Ca2+-CaM — domena wi¹¿¹ca kompleks wapñ-kalmodulina, do-mena cGMP — dodo-mena wi¹¿¹ca cGMP.
K+ umieszczony jest centralnie i otoczony przez napiêciowo zale¿ne wypustki (ang. volta-ge-sensor paddle) zlokalizowane na zewnêtrz-nym obwodzie kana³u. Wypustki utworzone s¹ przez hydrofobowe kationowe struktury ufor-mowane z dwóch helis (ang. helix-turn-helix structure) segmentu S4. Otwarcie kana³u pod wp³ywem zmian napiêcia na b³onie komórko-wej zwi¹zane jest z przemieszczeniem ³adunku dodatnio na³adowanych reszt argininy wchodz¹cych w sk³ad segmentu S4 i zmian¹ po³o¿enia napiêciowo zale¿nych wypustek. W stanie zamkniêtym wypustki umiejscowione s¹ w b³onie od strony cytoplazmy. Zmiana ich po-zycji w obrêbie b³ony w kierunku powierzchni
zwróconej do œrodowiska nastêpuje w odpo-wiedzi na zmianê napiêcia na b³onie komórko-wej i powoduj¹c otwarcie kana³u (JIANG
wspó³aut. 2003a, b). W kana³ach aktywowa-nych przez cykliczne nukleotydy sonda napiê-ciowa jest znacznie krótsza, a czêœæ reszt argini-ny wchodz¹cych w sk³ad tej domeargini-ny jest zamie-niona na aminokwasy posiadaj¹ce ³adunek ujemny. W wymienionych wy¿ej czynnikach nale¿y przypuszczalnie szukaæ przyczyn braku aktywnoœci tych kana³ów w odpowiedzi na zmiany w fizjologicznym zakresie napiêcia elektrycznego na b³onie (YAU i BAYLOR1989, KAUPP 1991, MOLDAYi HSU 1995).
B³onowy fragment odcinka ³¹cz¹cego seg-ment S5 i S6 tworzy por kana³u (P) (R ANGAN-THAN1994, MACKINNON1995, BIELi wspó³aut. 1995).£¹czy siê on z domen¹ S5 poprzez glilizowany segment po³o¿ony na zewn¹trz ko-mórki (Ryc. 4, 5) (WOHLFART i wspó³aut. 1992). Por kana³ów aktywowanych przez cy-kliczne nukleotydy wykazuje wysokie podo-bieñstwo do analogicznego fragmentu kana³ów K+. Zasadnicza ró¿nica miêdzy tymi dwoma klasami kana³ów dotyczy odcinka od-powiedzialnego za przewodnoœæ i selektyw-noœæ, tzw. kana³owego filtru. Kana³y aktywo-wane przez cAMP lub cGMP, w odró¿nieniu od kana³ów zale¿nych od napiêcia elektrycznego,
które wybiórczo przewodz¹ jony K+, mog¹ przewodziæ zarówno kationy jedno, jak i dwu-wartoœciowe. Poznanie krystalicznej struktury kana³u przewodz¹cego jony K+ u E. coli, po-zwoli³o wyjaœniæ kwestiê selektywnoœci tego kana³u. Otó¿, motyw utworzony przez tyrozy-nê, otoczon¹ dwoma glicynami (GYG), od-dzia³ywuje z dwoma resztami tryptofanu. Taki uk³ad aminokwasów tworzy sieæ aminokwa-sów aromatycznych (w strukturze tetrame-rycznej 12 aminokwasów), które kszta³tuj¹ mankiet (ang. cuff) w obszarze filtru. W ten sposób powstaje rodzaj warstwy wypustek ustawionych promieniœcie i skierowanych do otworu poru, zabezpieczaj¹cych jego w³aœciw¹
œrednicê (DOYLEi wspó³aut. 1998).W przypad-ku kana³ów aktywowanych przez cykliczne nu-kleotydy przyczyn¹ utraty selektywnoœci jest brak dwóch s¹siednich nukleotydów, tyrozyny i glicyny z motywu (GYG) i obecnoœæ w tym miejscu ujemnie na³adowanych aminokwasów kwasu glutaminowego lub asparaginowego (Tabela 2). Wprawdzie zmiany w obszarze fil-tru wprowadzone przez cztery ³adunki ujemne w tetramerycznej strukturze kana³u s¹ trudne do przewidzenia, ale w nich w³aœnie tak¿e upa-truje siê utraty selektywnoœci oraz mo¿liwoœæ blokowania tych kana³ów przez jonywapnia i magnezu (MOLDAYi HSU1995, KAUPPi SEIFERT
2002).
Koñce aminowy i karboksylowy ³añcucha polipeptydowego tworz¹cego podjednostkê kana³u s¹ zlokalizowane w cytoplazmie i maj¹ charakter hydrofilowy (COOK i wspó³aut. 1989, MOLDAYi wspó³aut. 1991, 1992; MOLDAY
i HSU1995). We wszystkich kana³ach aktywo-wanych przez cykliczne nukleotydy na koñcu C znajduje siê region wi¹¿¹cy cGMP lub cAMP (Ryc. 4). Domena ta zbudowana jest z oko³o 80–100 aminokwasów i wykazuje wysoki sto-pieñ homologii z domenami wi¹¿¹cymi cy-kliczne nukleotydy, wystêpuj¹cymi w kinazach bia³kowych zale¿nych od cGMP (PKG) i cAMP (PKA) oraz bia³ku wi¹¿¹cym cAMP (CAP) u
Tabela 2. Sekwencja aminokwasów w obrêbie poru w kana³ach jonowych aktywowanych przez cy-kliczne nukleotydy
E. coli (FINN i wspó³aut. 1996). Poznanie kry-stalicznej struktury tego bia³ka wykaza³o, ¿e miejsce wi¹zania cAMP tworzy rodzaj kieszeni zbudowanej z wielub-pasm i a-helis. Cykliczny nukleotyd przy³¹czony jest do miejsca wi¹za-nia przez sieæ polarnych i niepolarnych od-dzia³ywañ. Arginina, glutamina i glicyna zosta³y zidentyfikowany w bia³ku CAP jako uk³ad reszt aminokwasowych, oddzia³ywuj¹cych z fosfora-nem w cz¹steczce rybozy cAMP. Ten sam mo-tyw reszt aminokwasowych wystêpuje w kana-³ach jonowych prêcików siatkówki (Arg-559, Glu-544, Gly-543) oraz w kinazach bia³kowych PKA i PKG. Brak jest jednoznacznych danych mówi¹cych o tym, co decyduje, ¿e cGMP a nie cAMP jest specyficznie przy³¹czane w przypad-ku kana³ów jonowych w komórkach fotore-ceptorowych krêgowców (FINN i wspó³aut. 1996).
W prêciku siatkówki oka kana³ CNG regulo-wany jest, jak ju¿ wspomniano wczeœniej, przez cGMP i sk³ada siê z dwóch typów podjednostek, A1 i B1a (Ryc. 6), które wystêpuj¹ w stosunku ste-chiometrycznym 3:1 (ZHENGi wspó³aut. 2002). Podjednostka A1 jest zdolna do samodzielnego
tworzenia w pe³ni funkcjonalnego kana³u jono-wego. Ekspresja tej podjednostki w oocytach Xe-nopus laevis wykaza³a jednak, ¿e w³asnoœci takie-go kana³u s¹ jedynie zbli¿one, ale nie identyczne z w³asnoœciami kana³ów natywnych (CHEN i wspó³aut. 1993, KÖRSCHENi wspó³aut. 1995), na-tomiast sama podjednostka B1a nie formuje funk-cjonalnego kana³u jonowego.
Kana³ CNG w czopkach sk³ada siê, podob-nie jak w prêcikach, z dwóch rodzajów podjed-nostek, A3 i B3 (WISSINGERi wspó³aut. 1997). Tak¿e i w tych komórkach stosunek
stechiome-tryczny podjednostek wynosi odpowiednio 3:1. Wykazano, ¿e tak¿e w tych komórkach fo-toreceptorowych podjednostka A3 jest zdolna do samodzielnego formowania poru. Kana³y jonowe aktywowane przez cykliczne nukleoty-dy, wystêpuj¹ce w obu typach komórek fotore-ceptorowych, wykazuj¹ wysok¹ wra¿liwoœæ na dzia³anie specyficznego blokera, l-cis-diltiaze-mu.
Kana³y jonowe aktywowane przez cyklicz-ne nukleotydy w komórkach wêchowych, w przeciwieñstwie do kana³u z komórek fotore-ceptorowych, sk³adaj¹ siê z trzech rodzajów podjednostek, tj. A2, A4 i B1b (BÖNIGK i wspó³aut. 1999). Wystêpuj¹ce w nim dwie podjednostki typu A2 oraz po jednej typu A4 i B1b tworz¹ tetrameryczn¹ formê kana³u (Ryc. 7). Mo¿liwe jest uzyskanie, tak jak w ko-mórkach fotoreceptorowych, funkcjonalnego homomerycznego kana³u zbudowanego jedy-nie z podjednostki A2. Jednak i tutaj zauwa-¿ono kolejn¹ analogiê do komórek fotorecep-torowych, gdy¿ w³asnoœci takiego homome-rycznego kana³u ró¿ni¹ siê od w³asnoœci kana³ów natywnych. Nale¿y zaznaczyæ, ¿e w
przeciwieñstwie do podjednostki A1 z komó-rek fotoreceptorowych, podjednostka A2 po-siada na N-koñcu domenê wi¹¿¹c¹ kompleks Ca2+— kalmodulina(Ryc. 4). Natomiast, podjed-nostka A4 zosta³a zakwalifikowana do grupy A ze wzglêdu na du¿e podobieñstwo sekwencji do podjednostek nale¿¹cych do tej z klasy. Identycznoœæ sekwencji wynosi 49,2% i 51,7% w stosunku do podjednostek A1 i A2, nato-miast w porównaniu z podjednostkami B1 i B3, wartoœci te wynosz¹ zaledwie 24,9% i 16,3% (KAUPP 1995).
Ryc. 6. Model kana³u jonowego aktywowanego przez cGMP w prêciku oka krêgowców. A — schemat budowy podjednostek kana³u, B — schemat ustawienia podjednostek w kanale. Opis w tekœcie.
WRA¯LIWOŒÆ NA WI¥ZANIE LIGANDA I SELEKTYWNOŒÆ JONOWA KANA£ÓW CNG AKTYWACJA KANA£ÓW JONOWYCH
Kana³y aktywowane przez cykliczne nukle-otydy charakteryzuj¹ krótkotrwa³e, nie prze-kraczaj¹ce kilku milisekund, czêste otwarcia (ang. flickering channels). W czasie otwarcia amplituda pr¹du przep³ywaj¹cego przez kana³ ulega sta³ym zmianom. Przyczyn¹ tego zjawi-ska jest luŸne przy³¹czenie nukleotydu do miej-sca wi¹zania.Niskie powinowactwo nukleoty-dudo miejsc wi¹zaniaumo¿liwia szybk¹ dyso-cjacjê cyklicznego GMP, zamkniêcie kana³u i zwi¹zane z tym zmiany przewodnoœci b³ony (LINCOLN iCORNWELL1993). Opisany mecha-nizm oddzia³ywania pomiêdzy nukleotydem i bia³kiem kana³owym umo¿liwia komórkom szybkie i skuteczne generowanie potencja³u receptorowego w odpowiedzi na zmiany wewn¹trzkomórkowego poziomu cGMP, któ-re zachodz¹ w chwili uruchomienia procesu przetwarzania sygna³u w wyniku dzia³ania œwiat³a. Kana³ ulega czêœciowej aktywacji po przy³¹czeniu do niego wiêcej ni¿ jednej cz¹steczki cGMP. Maksymalna amplituda prze-wodzonego pr¹du to stan, w którym wszystkie miejsca wi¹zania w bia³ku kana³owym s¹ wysy-cone (YAU i BAYLOR 1989). Aby dosz³o do pe³nej aktywacji bia³ka przynajmniej cztery cz¹steczki cGMP musz¹ zwi¹zaæ siê z bia³kiem tworz¹cym kana³ (KAUPP 1991, KAUPP i ALTENHOFEN 1992, ZUFALL i wspó³aut. 1994). Dowodzi tego sigmoidalny przebieg zale¿noœci rejestrowanego pr¹du od stê¿enia cGMP w ko-mórkach fotoreceptorowych, adaptowanych
do ciemnoœci. Hipotezê tê potwierdzi³y bada-nia prowadzone na pojedynczych kana³ach utworzonych z podjednostki A1 z komórek fo-toreceptorowych (RUIZ i KARPEN 1997). Eks-presja tej podjednostki w oocytach ¿aby szpo-niastej, Xenopus, a nastêpnie rejestracja aktyw-noœci takiego kana³u metod¹ patch-clamp w obecnoœci cGMP, uwalnianego przez fotoakty-wacjê „zwi¹zku uwiêzionego” (ang. caged), po-zwoli³a precyzyjnie okreœliæ zale¿noœæ wielko-œci przewodnowielko-œci jonowej od liczby cz¹steczek cGMP przy³¹czonych do bia³ka kana³owego. Stwierdzono, ¿e zwi¹zanie dwóch cz¹stek cGMP z bia³kiem kana³owym powoduje po-wstanie pr¹du o wartoœci 0,01% maksymalne-go pr¹du, przy³¹czenie zaœ trzech cz¹steczek dawa³o ju¿ przewodnoœæ równ¹ jednej trzeciej maksymalnego pr¹du, a po przy³¹czeniu czte-rech cz¹steczek uzyskano maksymanln¹ ak-tywacjê kana³u. Wartoœæ K1/2dla kana³ów
akty-wowanych przez cykliczne cGMP w komór-kach fotoreceptorowych adaptowanych do ciemnoœci wynosi od 10 do 50 mM.
JONOWA PRZEWODNOŒÆ KANA£ÓW
Kana³y jonowe aktywowane przez cyklicz-ne nukleotydy s¹ przepuszczalcyklicz-ne dla kationów jedno- i dwuwartoœciowych. Kana³y te s¹ zdol-ne do przewodzenia tak¿e du¿ych kationów or-ganicznych (TORRE i MENINI 1994). Kationy jednowartoœciowe przepuszczane s¹ przez por kana³u z ró¿n¹ selektywnoœci¹, która zmienia
Ryc. 7. Model kana³u jonowego aktywowanego przez cykliczne nukleotydy w komórce wêchowej. A — schemat budowy podjednostek kana³u, B — schemat ustawienia podjednostek w kanale. Opis w tekœcie.
siê w zale¿noœci od typu komórki. Poni¿ej za-mieszczono przyk³adowo uszeregowane war-toœci przepuszczalnoœci dla poszczególnych kationów jednowartoœciowych w kana³ach po-chodz¹cych z kilku typów komórek:
(a) w prêcikach z siatkówki oka salamandry (MENINI 1990)
Li+> Na+~ K+> Rb+> Cs+= 1,14:1:0,98:0,84:0,58
(b) w czopkachz siatkówki oka okonia prêgo-wanego (PICONES i KORENBROT 1992)
K+> Na+~ Li+~ Rb+> Cs+= 1,11:1:0,99:0,96:0,80
(c) w komórkach wêchowych (GOULDING i wspó³aut. 1992)
Na+ > K+> Li+> Rb+> Cs+= 1:0,81:0,74:0,60:0,52.
MODULACJA AKTYWNOŒCI KANA£ÓW JONOWYCH
Modulacja przez jony dwuwartoœciowe Wspominano ju¿ wczeœniej, ¿e kana³y akty-wowane przez cykliczne nukleotydy nie s¹ se-lektywne i mog¹ przewodziæ kationy jedno- i dwuwartoœciowe. Zdolnoœæ przewodzenia ka-tionów dwuwartoœciowych, w tym g³ównie jo-nów wapnia i w mniejszym stopniu jojo-nów ma-gnezu, ma powa¿ne konsekwencje zwi¹zane z funkcjonowaniem tych kana³ów. Jony dwu-wartoœciowe s¹ równoczeœnie blokerami kana³ów aktywowanych przez cykliczne nukle-otydy. Jony Ca2+ blokuj¹ w sposób zale¿ny od napiêcia pr¹d tworzony przez jony jednowar-toœciowe. Odpowiedzialn¹ za tê sytuacjê jest reszta kwasu glutaminowego, nios¹ca ³adunek ujemny, obecna we fragmencie polipeptydu buduj¹cego por kana³u w podjednostkach A1, A2 i A3 (patrz Tabela 2) (ROOTi MACKINNON
1993, EISMANNi wspó³aut. 1994). Zatem w ho-motetrametrycznych kana³ach utworzonych z podjednostki A miejsce wi¹zania jonów Ca2+w rejonie poru, uformowane z 4 reszt kwasu glu-taminowego, charakteryzuje siê wy¿szym po-winowactwem wi¹zania kationów dwuwarto-œciowych ni¿ ma to miejsce w przypadku kana³ów heterotetramerycznych (natywnych) (MORI i wspó³aut. 1991, YANG i wspó³aut. 1993). Zamiana kwasu glutaminowego na ami-nokwas neutralny, na przyk³ad na glutaminê (ROOT i MACKINNON 1993) lub asparaginê (GAVAZZO i wspó³aut. 2000), wi¹¿e siê z usu-niêciem ujemnego ³adunku i w konsekwencji powoduje redukcjê wi¹zania jonów wapnia lub magnezu w rejonie poru (MORIi wspó³aut. 1991, YANGi wspó³aut. 1993).Nale¿y podkre-œliæ, ¿e warianty homotetramerycznych
kana³ów, utworzonych z ró¿nej kombinacji
podjednostek A1, A2, A3, s¹ blokowane przez zewn¹trzkomórkowe jony Ca2+ w zmiennym stopniu. Poniewa¿ reszta kwasu glutaminowe-go wystêpuje we wszystkich rodzajach podjed-nostek A i jest to miejsce silnie konserwowane, to zró¿nicowanie z jakim blokowane s¹ homo-meryczne kana³y mo¿e wskazywaæ na istnienie innych reszt aminokwasowych, poza rejonem poru, maj¹cych wp³yw na wi¹zanie jonów wap-nia i geometryczne u³o¿enie reszty kwasu glu-taminowego (KAUPP i SEIFERT 2002). SEIFER i wspó³autorzy (1999) wykazali, ¿e wiele reszt aminokwasowych zlokalizowanych w zew-n¹trzkomórkowych odcinkach, wystaj¹cych poza obrêb b³ony i ³¹cz¹cych pêtle tworz¹c¹ por z segmentami S5 i S6, odgrywa kluczow¹ rolê w regulacji wi¹zania jonów Ca2+z reszt¹ kwasu glutaminowego w obrêbie poru (Ryc. 5).
Podobnie jak jony magnezu lub wapnia, jony niklu i cynku moduluj¹ aktywnoœæ kana³ów CNG (KARPENi wspó³aut. 1993). Do-œwiadczenia na tych kana³ach zlokalizowanych w prêcikach siatkówki i komórkach wêcho-wych wykaza³y, ¿e dzia³anie jonów Ni2+jest od-mienne w obu typach komórek. W przypadku kana³ów z prêcików siatkówki kluczow¹ rolê odgrywa w tym procesie histydyna, zlokalizo-wana na C-koñcu ³añcucha polipeptydowego podjednostki A1 (u cz³owieka His-418, u wo³u His-420). Zwi¹zanie jonów Ni2+przez resztê aminokwasow¹ histydyny zwiêksza wra¿li-woœæ kana³ów dla cGMP (ILDEFONSEi BENNETT
1991, KARPEN i wspó³aut. 1993, GORDON i ZAGOTTA1995a). Odwrotny efekt obserwowa-ny jest w przypadku kana³ów w komórkach wêchowych, gdzie podjednostka A2 pozbawio-na jest histydyny w tej pozycji, posiada opozbawio-na pozbawio- na-tomiast resztê histydynow¹ w pozycji 396, któ-ra wi¹¿e jony Ni2+. W obecnoœci jonów niklu nastêpuje nieznaczne zmniejszenie prawdopo-dobieñstwa otwarcia kana³u w komórkach wê-chowych (GORDONi ZAGOTTA 1995b).
Modulacja przez kompleks typu jony wapnia-kalmodulina
Regulacja, przez kompleks jony wapnia-kal-modulina (Ca2+-CaM), aktywnoœci jonowej kana³ów CNG jest wa¿na ze wzglêdów fizjolo-gicznych. Zjawisko to nie dotyczy tylko tej gru-py kana³ów, spotyka siê je czêsto, gdy¿ mecha-nizm ten ma na celu przerwanie wp³ywu jo-nów wapnia do komórki. W przypadku komó-rek fotoreceptorowych i wêchowych,
kom-pleks Ca2+-CaM powoduje obni¿enie czu³oœci kana³ów na wi¹zanie liganda. Kalmodulina od-grywa szczególnie wa¿n¹ rolê w prêcikach siat-kówki oka i komórkach wêchowych (MOLDAY
1998). W przypadku czopków siatkówki nie stwierdzono zasadniczych zmian aktywnoœci jonowej kana³ów po przy³¹czeniu kompleksu Ca2+-CaM (KAUPP i SEIFERT 2002). Sytuacja ta wydaje siê dziwna ze wzglêdu na to, ¿e w pod-jednostce A3 buduj¹cej kana³ jonowy w czop-kach siatkówki, podobnie jak w A2 w komór-kach wêchowych, zidentyfikowano na N-koñ-cu ³añN-koñ-cucha polipeptydowego domenê wi¹¿¹ kompleks Ca2+-CaM (HSU i MOLDAY 1993, 1994; CHEN i wspó³aut. 1994, KÖRSCHEN i wspó³aut. 1995). Prawdopodobnie w przypad-ku czopków inne, dotychczas jeszcze nie po-znane, bia³ko wi¹¿¹ce wapñ bierze udzia³ w modulacji aktywnoœci tych kana³ów (REBRIKi KORENBROT1998). W prêcikach siatkówki oka jedynie w kana³ach natywnych (podjednostka A1 pozbawiona jest domeny wi¹¿¹cej kalmo-dulinê) obserwuje siê zmniejszenie wra¿liwo-œci na wi¹zanie liganda w obecnowra¿liwo-œci Ca2+-CaM. Kompleks ten, po przy³¹czeniu do domeny wi¹¿¹cej zlokalizowanej na N-koñcu podjed-nostki B, powoduje dwukrotny wzrost warto-œci wspó³czynnika K1/2 dla cGMP (HSU i MOLDAY 1994, GORDON i wspó³aut. 1995a, WEITZ i wspó³aut. 1998). W natywnych kana³ach z komórek wêchowych do³¹czenie kompleksu Ca2+-CaM powoduje znacznie wy¿-szy, bo 50-krotny wzrost K1/2dla cAMP (CHENi
YAU 1994, LIU i wspó³aut. 1994). Prawdopo-dobnie bezpoœredni¹ przyczyn¹ tego zjawiska, w obu typach komórek, jest zerwanie od-dzia³ywañ pomiêdzy N- i C-koñcem danej pod-jednostki po przy³¹czeniu kompleksu Ca2+-CaM do miejsca wi¹zania zlokalizowane-go na N-koñcu (VARNUM i ZAGOTTA 1997, KRAMER i SIEGELBAUM 1992).
Regulacja przez tlenek azotu
Tlenek azotu (NO), wytwarzany w komór-kach przez syntazê tlenku azotu, jest agonist¹ rozpuszczalnej formy cyklazy guanylanowej, enzymu syntetyzuj¹cego cGMP, i w ten sposób mo¿e aktywowaæ kana³y regulowane przez cGMP (KAUPP i SEIFERT 2002). W niektórych komórkach wêchowych, nawet przy braku w nich cyklicznych nukleotydów, tlenek azotu ma zdolnoœæ bezpoœredniej aktywacji kana³ów aktywowanych przez cykliczne nukleotydy
(BROILLETi FIRESTEIN1996). Prawdopodobnie cz¹steczka NO przy³¹cza siê w wyniku S-nitro-zylacji do cysteiny (Cys-460), która zlokalizo-wana jest na N-koñcu podjednostki A2 kana³u w komórkach wêchowych (BROILLET 2000). Pomimo, ¿e cysteina w pozycji 460 jest silnie konserwowana i wystêpuje równie¿ w obu podjednostkach tworz¹cych kana³ jonowy w prêcikach siatkówki oka, to nie stwierdzono, aby cz¹steczka NO bezpoœrednio aktywowa³a te kana³y jonowe (TRIVEDI i KRAMER 1998).
Regulacja przez matabolity lipidowe W oparciu o wyniki ostatnich badañ stwier-dzono, ¿e niektóre lipidy, a szczególnie diacyl-glicerol (DAG), produkt hydrolizy dwufosfaty-dyloinozytolu przez fosfolipazê C (PLC), mo¿e hamowaæ aktywnoœæ kana³ów regulowanych przez cGMP w prêcikach siatkówki oka (GORDONi wspó³aut. 1995b, CRARYi wspó³aut. 2000, WOMACK i wspó³aut. 2000). Sposób dzia³ania tego metabolitu nie jest jasny. Mimo ¿e jest on aktywatorem bia³kowej kinazy C (PKC) wykluczono jej udzia³ w regulacji aktyw-noœci kana³ów regulowanych przez cGMP (GORDONi wspó³aut. 1995b). Przypuszcza siê, ¿e mo¿e on bezpoœrednio oddzia³ywaæ z hydro-fobow¹ domen¹ kana³u, b¹dŸ po wbudowaniu w b³onê komórkow¹ w s¹siedztwie kana³u po-wodowaæ jej deformacjê wp³ywaj¹c na zdol-noœæ otwarcia kana³u (KRAMERi MOLOKANOVA
2001). Intryguj¹cym pozostaje stale problem, dlaczego metabolity rozpadu dwufosfatydylo-inozytolu zmieniaj¹ aktywnoœæ kana³ów jono-wych regulowanych przez cGMP w komór-kach fotoreceptorowych krêgowców. Wpraw-dzie w komórkach tych znaleziono pojedyncze ogniwa szlaku inozytolowego (immunolokali-zacja fosfolipazy C typub4 i g1 oraz bia³ko Gq), nie stwierdzono jednak, aby wprowadzone do cytoplazmy PLC, trisfosfoinozytol lub PKC zmienia³y odpowiedŸ elektryczn¹ tych komó-rek na dzia³anie œwiat³a (KRAMER i MOLOKANOVA 2001).
Regulacja przez fosforylacjê
Pierwsze doœwiadczenia dotycz¹ce modu-lacji aktywnoœci kana³ów poprzez ich fosfory-lacjê mia³y na celu okreœlenie zmian w aktyw-noœci kana³ów pod wp³ywem dzia³ania bia³ko-wych kinaz lub fosfataz (GORDONi wspó³aut. 1992, MOLOKANOVAi wspó³aut. 1997). W celu
okreœlenia, które z enzymów zmieniaj¹ aktyw-noœæ kana³ów jonowych, wykorzystano ich specyficzne inhibitory. Wyselekcjonowane w ten sposób kinazy i fosfatazy wprowadzano bezpoœrednio podczas badañ metod¹ patch-clamp (MÜLLER i wspó³aut. 1998). Wyniki otrzymane w ten sposób okaza³y siê niewiary-godne, gdy¿ w systemach pozakomórkowych, bia³ka które in vivo nie s¹ substratami tych en-zymów, czêsto ulegaj¹ fosforylacji lub defosfo-rylacji. Pomimo tych trudnoœci, doœwiadczenia przeprowadzone przez MOLOKANOV¥ i wspó³pracowników (1997, 1999a) na homote-tramerycznym kanale utworzonym z podjed-nostki A1 prêcika siatkówki oka wo³u wyka-za³y, ¿e aktywnoœæ jonowa kana³u mo¿e byæ modulowana poprzez zmianê poziomu fosfo-rylacji tyrozyny. Stwierdzono, ¿e fosforylacja tych kana³ów przez kinazy tyrozynowe powo-duje dwu-, a nawet trzykrotny wzrost wspó³czynnika K1/2dla cGMP. Miejsce
fosfory-lacji zlokalizowano poprzez zamianê tyrozyny na fenyloalaninê w pozycji 498 podjednostki A1, w domenie wi¹¿¹cej cGMP. Poziom fosfo-rylacji kana³u jest zale¿ny od stanu w jakim znajduje siê kana³. Ulega on fosforylacji w swo-im stanie zamkniêcia, a defosforylacji podczas otwarcia (MOLOKANOVA i wspó³aut. 1999b). Wed³ug autorów miejsce wi¹zania kinaz i fosfa-taz tyrozynowych nie zmienia siê, ale zmiany konformacyjne wywo³ane przez stan otwarty kana³u sprzyjaj¹ przy³¹czeniu fosfatazy, pod-czas, gdy w stanie zamkniêtym z wiêkszym po-winowactwem przy³¹cza siê kinaza (M OLO-KANOVA i wspó³aut. 1999b).
W komórkach wêchowych nie stwierdzo-no modulacji kana³ów bramkowanych przez cykliczne nukleotydy poprzez fosforylacjê z udzia³em kinaz tyrozynowych. W podjednost-ceA2kana³u w pozycji, w której w kanale ko-mórek fotoreceptorowych wystêpuje reszta ty-rozynowa, w wêchowych znajduje siê fenylo-alaninowa i dopiero mutacja polegaj¹ca na podstawieniu w tym miejscu reszty tyro-zynowej przywraca modulacjê kana³u przez ki-nazy tyrozynowe (KRAMER i MOLOKANOVA
2001).
Oprócz kinaz tyrozynowych, tak¿e kinazy serynowo-treoninowe mog¹ zmieniaæ niektóre w³asnoœci kana³ów bramkowanych przez cy-kliczne nukleotydy. Znacznie lepiej poznany jest to zjawisko w komórkach wêchowych. W homotetramerycznym kanale utworzonym z podjednostek A2 fosforylacja bia³ka kana³u przez kinazê C powoduje czterokrotne
zmniej-szenie K1/2dla cAMP. Miejsce fosforylacji
znaj-duje siê na reszecie serynowej (Ser-33) na N-koñcu ³añcucha polipeptydowego w bliskim s¹siedztwie domeny wi¹¿¹cej kompleks Ca2+-CaM. Zmiana poziomu fosforylacji nie wp³ywa na wi¹zanie i funkcjonowanie tego kompleksu w kana³ach komórek wêchowych. Przy³¹czenie jednak reszty fosforanowej do se-ryny powoduje pog³êbienie efektu wywo³ywa-nego przez kalmodulinê, tzn. zmniejszenia wra-¿liwoœci kana³u na wi¹zanie cAMP w porówna-niu z kana³em nie ufosforylowanym (MÜLLERi wspó³aut. 1998). Znakomita wiêkszoœæ badañ maj¹cych na celu wykazanie efektu stanu ufos-forylowania bia³ek tworz¹cych kana³ jonowy bramkowany cyklicznymi nukleotydami, ogra-nicza siê tylko do uk³adów sztucznych, a nie kana³ów jonowych in situ i dlatego trudno na podstawie tych danych wyt³umaczyæ fizjolo-giczne funkcje tego procesu.
Modulowanie poprzez neurotransmitery W komórkach siatkówki krêgowców nie-które neurotransmitery mog¹ wp³ywaæ na ak-tywnoœæ kana³ów jonowych bramkowanych poprzez cykliczne nukleotydy. Do tej grupy neurotransmiterów mo¿na zaliczyæ: dopaminê (AKOPIAN i WITKOVSKY 1996, STELLA i THORESON2000), kwas gamma-aminomas³owy (GABA) (BARNES i HILLE 1989) i glutaminê (PICAUD i wspó³aut. 1995). Obecnie niewiele jeszcze wiadomo o tym typie modulacji w oma-wianych kana³ach. Jednym z receptorów, któ-rego obecnoœæ stwierdzono w b³onie zew-nêtrznego segmentu prêcika siatkówki oka jest receptor dla insulino-podobnego czynnika wzrostu typu I (IGF-I) (WALDBILLIGi wspó³aut. 1991). Czynnik ten jest syntetyzowanyw pig-mentowych epitelialnych komórkach siatków-ki, le¿¹cych w bezpoœrednim s¹siedztwie zew-nêtrznego segmentu prêcików siatkówki oka. Podanie IGF-I do zewnêtrznego segmentu prê-cików powoduje dwu-, a nawet trzykrotny wzrost wra¿liwoœci kana³ów na cykliczne nu-kleotydy(SAVCHENKOi wspó³aut. 2001). Efekt ten pojawia siê w ci¹gu kilku sekund, znika na-tychmiast po usuniêciu IGF-I i wystêpuje jedy-nie w komórkach, które w pozycji 498 posia-daj¹ resztê tyrozynow¹. Jest to miejsce specy-ficznie fosforylowane przez kinazy tyrozyno-we (patrz rozdzia³: Regulcja przez fopsforyla-cjê). Ponadto przypuszcza siê, ¿e IGF-I mo¿e braæ udzia³ w wolnej, trwaj¹cej minuty, a
na-wet godziny, adaptacji komórek foto recepto-rowych do œwiat³a. Sugestie te wysuniêto na podstawie obserwacji zwi¹zanych ze zmian¹ przewodnoœci kana³ów CNG w komórkach fo-toreceptorowych w obecnoœci IGF-I,
pole-gaj¹cej na wzroœcie przep³ywu pr¹du jonowe-go w ciemnoœci (ang. dark current) (S AV-CHENKO i wspó³aut. 2001, KRAMER i M OLO-KANOVA 2001).
PODSUMOWANIE
Kana³y jonowe aktywowane przez cyklicz-ne nukleotydy bior¹ udzia³ w przekazywaniu ró¿nych bodŸców zarówno u krêgowców jak i u bezkrêgowców. Stanowi¹ one kluczowe ogniwo w procesie przekazywania sygna³u œwietlnego poczynaj¹c od jednokomórkow-ców przez nicienie, miêczaki, a koñcz¹c na ssakach. Kana³y te pe³ni¹ równie¿ istotna rolê w przetwarzaniu bodŸców chemicznych w
komórkach wêchowych i smakowych. Rów-nie¿ u roœlin znaleziono i sklonowano kana³ zale¿ny od cyklicznych nukleotydów (Arabi-dopsis thaliana). Tak du¿a ró¿norodnoœæ or-ganizmów i miejsc wystêpowania czyni bez w¹tpienia omawiane kana³y jonowe bardzo interesuj¹cym obiektem szerokiego spektrum badañ.
CYCLIC NUCLEOTIDE-GATED ION CHANNELS S u m m a r y
Cyclic nucleotide-gated (CNG) channels are a novel class of cation channels first identified in retinal photoreceptor cells and subsequently found also in other sensory and nonsensory cells. CNG channels form heterotetrameric complexes consisting of two or three different types of channel subunits. Six differ-ent genes encoding CNG channels, four A subunits (A1 to A4) and two B subunits (B1and B3), give rise to three different channel types. Functionally, CNG chan-nels belong to the class of ligand-gated chanchan-nels, which are activated by binding of ligand (cGMP) to a
domain in the carboxyl terminal region, but structu-rally they are similar to voltage-dependent K+ chan-nels. All channel subunits include six transmembrane segments (S1 to S6), a voltage-sensor motif (S4), a pore region (P) and a cGMP-binding domain. These chan-nels are nonselective cation chanchan-nels that do not dis-criminate well between monovalent and divalent ions and even pass divalent cations, in particular Ca2+. Ac-tivity of CNG channel is modulated by Ca2+/ calmodulin and by phosphorylation. Other factors may also be involved in channel regulation.
LITERATURA AHMADI., REDMONDL. J., BARNSTABLEC. J., 1990.
Deve-lopmental and tissue-specific expression of the rod photoreceptor cGMP-gated ion channel gene. Biochem. Biophys. Res. Commun. 173, 463–470. AKOPIANA., WITKOVSKYP., 1996. D2 dopamine recep-tor-mediated inhibition of a hyperpolarizatio-n-activated current in rod photoreceptors. J. Neu-rophysiol. 76, 1828–1835.
BARNESS., HILLEB., 1989. Ionic channels of the inner segment of tiger salamander cone photoreceptors. J. Gen. Physiol. 94, 719–743.
BAUMANNA., FRINGSS., GODDEM., SEIFERTR., KAUPPU. B., 1994. Primary structure and functional expression of a Drosophila cyclic nucleotide-gated channel present in eyes and antennae. EMBO J. 13, 5040–5050.
BIELM., ALTENHOFENW., HULLINR., LUDWIGJ., FREICHEL M., FLOCKERZIV., DASCALN., KAUPPU. B., HOFMANN F., 1993. Primary structure and functional expression of a cyclic nucleotide-gated channel from rabbit aorta. FEBS Lett. 329, 134–138. BIELM., ZONG X., DISTLERM., BOSSEE., KLUGBAUREN.,
MURAKAMI M., FLOCKERZI V., HOFMANN F., 1994.
Another member of the cyclic nucleotide-gated channel family, expressed in testis, kidney, and heart. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 3505–3509. BIELM., ZONGX., HOFMANNF., 1995. Molecular
diversi-ty of cyclic nucleotide-gated cation channels. Na-unyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 353, 1–10. BÖNIGKW., ALTENHOFENW., MÜLLERF., DOSEA., ILLING
M., MOLDAYR. S., KAUPPU. B., 1993. Rod and cone photoreceptor cell express distinct genes for cGM-P-gated channels. Neuron 10, 865–877.
BÖNIGKW., BRADLEYJ., MÜLLERF., SESTIF., BOEKHOFFI., RONNETTG. U., KAUPPU. B., FRINGSS., 1999. The na-tive rat olfactory cyclic nucleotide-gated channel is composed of three distinct subunits. J. Neurosci. 19, 5332–5347.
BROILLETM. -C., 2000. A single intracellular cysteine re-sidue is responsible for the activation of the olfac-tory cyclic nucleotide-gated channel by NO. J. Biol. Chem. 275, 15135–15141.
BROILLETM. -C., FIRESTEINS., 1996. Direct activation of the olfactory cyclic nucleotide-gated channel through modification of sulfhydryl groups by NO compounds. Neuron 16, 377–385.
CHA A., SNYDER G. E., SELVINP. R., BEZANILLA F., 1999. Atomic scale movement of the voltage-sensing re-gion in a potassium channel measured via spec-troscopy. Nature 402, 809–813.
CHENF. H., UKHANOVAM., THOMASD., AFSHARG., TANADA S., BATTELLEB. -A., PAYNE R., 1999. Molecular clo-ning of a putative cyclic nucleotide-gated ion channel cDNA from Limulus polyphemus. J. Neu-rochem. 72, 461–471.
CHEN T. -Y., YAUK. -W., 1994. Direct modulation by Ca2+-calmodulin of cyclic nucleotide-activated channel of rat olfactory receptor neurons. Nature 368, 545–548.
CHENT. -Y., ILLINGM., MOLDAYL. L., HSUY. -T., YAUK. -W., MOLDAYR. S., 1994. Subunit 2 (orb) of retinal rod cGMP-gated cation channel is a component of the 240-kDa channel-associated protein and me-diates Ca2+-calmodulin modulation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 11757–11761.
CHENT.-Y., PENGY.-W., DHALLANR. S., AHAMEDB., REED R. R., YAUK.-W., 1993. A new subunit of the cyclic nucleotide-gated cation channel in retinal rods. Nature 362, 764–767.
COBBSW. H., BARKDOLLA. E. 3rd, PUGHE. N. jr., 1985. Cyclic GMP increases photocurrent and light sen-sitivity of retinal cones. Nature 317, 64–66.
COHENA. I., BLAZYNSKIC., 1988.Light-induced losses and dark recovery rates of guanosine 3’, 5’ –cyclic monophospahate in rod outer segment of intact amphibian photoreceptors. J. Gen. Physiol. 92, 731–746.
COOKN. J., ZEILINGERC., KOCHK. -W., KAUPPU. B., 1986. Solubilization and functional reconstitution of the cGMP-dependent cation channel from bovine rod outer segment. J. Biol. Chem. 261, 17033–17039.
COOKN. J., HANKEW., KAUPPU. B., 1987. Identification, purification and functional reconstitution of the cyclic GMP-dependent channel from rod photore-ceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 585–589. COOKN. J., MOLDAYL. L., REIDD., KAUPPU. B., MOLDAYR.
S., 1989. The cGMP-gated channel of bovine rod photoreceptors is localized exclusively in the pla-sma membrane. J. Biol. Chem. 264, 6996–6999. CRARYJ. I., DEAND. M., NGUITRAGOOLW., KURSHANP. T.,
ZIMMERMANA. L., 2000. Mechanism of inhibition of cyclic nucleotide-gated channels by diacylglyce-rol. J. Gen. Physiol., 116, 755–768.
DIFRANCESCOD., TORTORAP., 1991. Direct activation of cardiac pacemaker channels by intracellular cyc-lic AMP. Nature 351, 145–147.
DOYLE D. A., CABRAL J. M., PFUETZNER R. A., KUO A., GULBISJ. M., COHENS. L., CHAITB. T., MACKINNONR., 1998. The structure of the potassium channel: mo-lecular basis of K+ conduction and selectivity. Science 280, 69–77.
EISMANNE., BÖNIGKW., KAUPPU. B., 1993. Structure fe-atures of cyclic nucleotide-gated channels. Cell Physiol. Biochem. 3, 332–351.
EISMANN E., MÜLLER F., HEINAMANN S. H., KAUPPU. B., 1994. A single negative charge within the pore re-gion of a cGMP-gated channel controls rectifica-tion, Ca2+ blockage and ionic selectivity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 1109–1113.
FINNJ. T., GRUNWALDM. E., YAUK. -W., 1996. Cyclic nuc-leotide-gated ion channels: an extended family with diverse functions. Annu Rev. Physiol. 58, 395–426.
FESENKOE. E., KOLESNIKOVS. S., LYUBARSKYA. L., 1985. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer seg-ment. Nature 313, 310–313.
GAVAZZOP., PICCOC., EISMANNE., KAUPPU. B., MENINIA., 2000. A point mutation in the pore region alters gating, Ca2+blockage, and permeation of olfacto-ry cyclic nucleotide-gated channels. J. Gen. Phy-siol. 116, 311–326.
GERSTNERA., ZONGX., HOFMANNF., BIELM., 2000. Mole-cular cloning and functional characterization of a new modulatory cyclic nucleotide-gated chan-nel subunit from mouse retina. J. Neurosci. 20, 1324–1332.
GLAUNERK. S., MANNUZZUL. M., GANDHIC. S., ISACOFFE. Y., 1999.Spectroscopic mapping of voltage sensor movement in the Shaker potassium channel. Na-ture 402, 813–817.
GORDONS. E., ZAGOTTAW. N., 1995a. A histidine resi-due associated with the gate of the cyclic nucleoti-de-activated channels in rod photoreceptors. Neu-ron 14, 177–183.
GORDONS. E., ZAGOTTAW. N., 1995b. Localization of re-gion affecting an allosteric transition in cyclic nucleotide-activated channel. Neuron 14, 857–864.
GORDONS. E., BRAUTIGAND. L., ZIMMERMANA. L., 1992. Protein phosphatases modulate the apparent ago-nist affinity of the light-regulated ion channel in retinal rods. Neuron 9, 739–748.
GORDONS. E., DOWNING-PARKJ., ZIMMERMANA. L., 1995a. Modulation of the cGMP-gated ion channel in frog rods by calmodulin and an endogenous inhibito-ry factor. J. Physiol. London 486, 533–546. GORDONS. E., DOWNING-PARKJ., TAMB., ZIMMERMANA. L.,
1995b. Diacylglycerol analogs inhibit the rod cGMP-gated channel by a phosphorylation-inde-pendent mechanism. Biophys. J. 69, 409–417. GOTOWT., NISHIT., 1991. Roles of cyclic GMP and
inosi-tol triphosphate in phototransduction of the mol-luscan extraocular photoreceptor. Brain Research 557, 121–128.
GOTOWT., NISHIT., KIJIMAH., 1994. Single K+channels closed by light and opened by cyclic GMP in mol-luscan extra-ocular photoreceptor cells. Brain Re-search 557, 268–272.
GOULDINGE. H., NGAIJ., KRAMERR. H., COLICOSS., AXEL R., SIEGELBAUMS. A., CHESSA., 1992. Molecular clo-ning and single-channel properties of the cyclic nucleotide-gated channel from catfish olfactory neurons. Neuron 8, 45–58.
GOULDING E. H., TIBBS G. R., LIU D., SIEGELBAUMS. A., 1993. Role of H5 domain in determining pore dia-meter and ion permeation through cyclic nucleo-tide-gated channels. Nature 364, 61–64.
HAYNES L. W., YAUK. -W., 1985. Cyclic GMP-sensitive conductance in outer segment membrane of cat-fish cones. Nature 317, 61–64.
HSUY. T., MOLDAYR. S., 1993. Modulation of the cGMP-gated channel of rod photoreceptor cells by calmo-dulin. Nature 361, 76–79.
HSUY. T., MOLDAYR. S., 1994. Interaction of calmodu-lin with the cyclic GMP-gated channel of rod pho-toreceptor cells. Modulation of activity, affinity purification, and localization. J. Biol. Chem. 269, 29765–29770.
HUPPERTZB., 1995. Evidence for a cGMP gated cation channel in photoreceptor cell membranes of Sepia officinals. FEBS Lett. 364, 198–192.
ILDEFONSEM., BENNETTN., 1991. Single-channel study of the cGMP-dependent conductance of retinal rods from incorporation of native vesicles into planar lipid bilayers. J. Membr. Biol. 123, 133–147.
JANL.Y., JANY. N., 1990. A superfamily of ion channels. Nature 345, 672.
JIANGY., LEEA., CHENJ., RUTAV., CADENEM., CHAITB. T., MACKINNONR., 2003a. X-ray structure of a volta-ge-dependent K+ channel. Nature 423, 33–41. JIANGY., RUTAV., CHENJ., LEEA., MACKINNONR., 2003b.
The principle of gating charge movement in a vol-tage-dependent K+channel. Nature 423, 42–48. KARPENJ. W., BROWNR. L., STRYERL., BAYLORD. A., 1993.
Interaction between divalent cations and the ga-ting machinery of cyclic GMP-activated channels in salamander retinal rods. J. Gen. Physiol. 101, 1–25.
KAUPP U. B., 1991. The cyclic nucleotide-gated chan-nels of vertebrate photoreceptors and olfactory epithelium. Trends Neurosci. 14, 150–157. KAUPPU. B., 1995. Family of cyclic nucleotide gated
ion channels. Curr. Opin. Neurobiol. 5, 434–442. KAUPPU. B., 1997. Cyclic nucleotide-gated channels – a
short overview. Nova Acta Leopoldina 302, 57–64. KAUPP U. B., ALTENHOFEN W., 1992. Cyclic
nucleoti-de-gated channels of vertebrate photoreceptor cells and olfactory epithelium. [W:] Sensory Transduction. COREYD. P., ROPERS. D. (red.). The Rockeffeler University Press NJ, 133–150. KAUPPU. B., SEIFERTR., 2002. Cyclic nucleotide-gated
ion channels. Physiol. Rev. 82, 769–824.
KAUPPU. B., NIIDOMET., TANABET., TERADAS., BONIGK W., STUHMERW., COOKN. J., KANGAWAK., MATSUO H., HIROSE T., MIYATAT., NUMA S., 1989. Primary structure and functional expression from comple-mentary DNA of the rod photoreceptor cyclic GMP-gated channel. Nature 342, 762–766. KILBRIDEP., 1980. Calcium effect on frog retinal cyclic
guanosine 3’,5’–monophosphate levels and their light-initiated rate of decay. J. Gen. Physiol. 75, 457–426.
KOCH K. -W., 1992. Biochemical mechanism of light adaptation in vertebrate photoreceptors. Trends Biochem. Sci. 17, 307–311.
KOPROWSKIP., WALERCZYKM., FABCZAKH., KUBALSKIA., 1997. Modified patch-clamp method for studying ion channels in Stentor coeruleus. Acta Protozool. 36, 121–124.
KÖRSCHENH. G., ILLINGM., SEIFERTR., SESTIF., WILLIAMS A., GOTZESS., COLVILLEC., MÜLLERF., DOSEA., GODDE M., MOLDAYL., KAUPPU. B., MOLDAYR. S., 1995. A 240kDa protein represents complete beta subunit
of the cyclic nucleotide-gated channel from rod photoreceptor. Neuron 15, 627–636.
KÖRSCHENH. G., BEYERMANN M., MÜLLER F., HECK M., VANTLERM., KOCHK. -W., KELLNERR., WOLFRUMU., BODEC., HOFMANNK. P., KAUPPU. B., 1999. Interac-tion of glutamic-acid-rich proteins with the cGMP signaling pathway in rod photoreceptors. Nature 400, 761–766.
KRAMERR. H., SIGELBAUMS. A., 1992. Intracellular Ca2+ regulates the sensitivity of cyclic nucleotide-gated channels in olfactory receptor neurons. Neuron 9, 897–906.
KRAMERR. H., MOLOKANOVAE., 2001. Modulation of cyc-lic-nucleotide-gated channels and regulation of vertebrate phototransduction. J. Exp. Biol. 204, 2921–2931.
KUSAKAS., DABINI., BARNSTABLEC. J., PUROD. G., 1996. cGMP-mediated effects on the physiology of bovi-ne and human retinal Müller (glial) cells. J. Phy-siol. 497, 813–824.
LENGQ., MERCIERR. W., YAOW., BERKOWITZG. A., 1999. Cloning and first characterization of a plant cyc-lic nucleotide-gated cation channel. Plant Physiol. 121, 753–761.
LICOLNT. M., CORNWELLT. L., 1993. Intracellular cyclic GMP receptor proteins. FASEB J. 7, 328–338.
LIUM., CHENT. -Y., AHAMEDB., LIJ., YAUK. -W., 1994.
Calcium-calmodulin modulation of olfactory cyc-lic nucleotide-gated channel. Science 266, 1348–1354.
MARUNAKA Y., OHARAA., MATSUMOTOP., EATON D. C., 1991. Cyclic GMP-activated channel acivity in re-nal epithelial cell (A6). Biochim. Biophys. Acta 1070, 152–156.
MACKINNONR., 1995. Pore loops: an emerging them in ion channel structure. Neuron 14, 889–892. MENINIA., 1990. Currents carried by monovalent
ca-tions through cyclic cGMP-activated channels in excised patches from salamander rods. J. Physiol. 424, 167–185.
MENINIA., 1999. Calcium signaling and regulation in olfactory neurons. Neurobiology 9, 419–426. MIYAZU M., TANIMURAT., SOKABEM., 2000. Molecular
cloning and characterization of a putative cyclic nucleotide-gated channel from Drosophila mela-nogaster. Insect Mol. Biol. 9, 283–292.
MOLDAY R. S., 1996. Calmodulin regulation of cyc-lic-nucleotide-gated channels. Curr. Opin. Neuro-biol. 6, 445–452.
MOLDAY R. S., 1998. Photoreceptor membrane prote-ins, phototransduction, and retinal degenerative diseases. The Friedenwald Lecture. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 2491–2513.
MOLDAYR. S., HSUY. -T., 1995. The cGMP-gated channel of photoreceptor cells: Its structural properties and role in phototransduction. Behav. Brain Sci. 18, 441–451.
MOLDAY R. S., MOLDAY L. L., DOSE A., CLARK-LEWIS I., ILLINGM., COOKN. J., EISMANNE., KAUPPU. B., 1991. The cGMP-gated channel of the rod photoreceptor cell characterization and orientation of the ami-no terminus. J. Biol. Chem. 266, 21917–21922. MOLDAY R. S., REID D. M., CONNELL G., MOLDAY L. L.,
channel of rod photoreceptor cells as probed with monoclonal antibodies [W:] Signal transduction in photoreceptor cells. Springeer-Verlag..
MOLOKANOVAE., TRIVEDIB., SAVCHENKOA., KRAMERR. H., 1997. Modulation of rod photoreceptor cyclic nuc-leotide-gated channels by tyrosine phosphoryla-tion. J. Neurosci. 17, 9068–9076.
MOLOKANOVAE., MADDOXF., LUETJEC. W., KRAMERR. H., 1999a. Activity-dependent modulation of rod pho-toreceptor cyclic nucleotide-gated channels me-diated by phosphorylation of a specific tyrosine residue. J. Neurosci. 19, 4786–4795.
MOLOKANOVAE., SAVCHENKO A., KRAMER R. H., 1999b. Noncatalytic inhibition of cyclic-nucleotide-gated channels by tyrosine kinase induced by genistein. J. Gen. Physiol. 113, 45–56.
MORIY., FRIEDRICHT., KIM M. -S., MIKAMI A., NAKAI J., RUTHP., BOSSEE., HOFMANF., FLOCKERZIV., FURUICHI T., MIKOSHIBA K., IMOTO K., TANABE T., NUMA S., 1991. Primary structure and functional express-ion from complementary DNA of a brain calcium channel. Nature 350, 398–402.
MÜLLERF., BÖNIGK, W., SESTI, F., FRINGSS., 1998. Pho-sphorylation of mammalian olfactory cyclic nuc-leotide-gated channels increases ligand sensitivi-ty. J. Neurosci. 18, 164–173.
NAKAMURAT., GOLDG. H., 1987. A cyclic nucleotide-ga-ted conductance in olfactory receptor cilia. Nature 325, 442–444.
NUMAS., 1989. A molecular views of neurotransmitter receptors and ionic channels. The Harvey Lectu-res, 83, 121–165.
PALCZEWSKIK., POLANSA. S., BAEHRW., AMESJ. B., 2000. Ca2+-binding proteins in the retina: structure, function, and the etiology of human visual dise-ases. Bioassays, 22, 337–350.
PETERSK. R., PALADEG. E., SCHNEIDERB. G., PAPERMASTER D. S., 1983. Fine structure of a periciliary ridge complex of frog retinal rod cells reveled by ultrahi-gh resolution scanning electron microscopy. J. Cell. Biol. 96, 265–276.
PICAUDS., LARSSONH. P., WELLISD. P., LECARH., WERBLIN F., 1995. Cone photoreceptors respond to their own glutamate release in the tiger salamander. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92, 9417–9421. PICONESA., KORENBROTJ. I., 1992. Permeation and
inte-raction of monovalent cations with the cGMP-ga-ted channel of cone photoreceptors. J. Gen. Phy-siol. 100, 647–673.
PRASADB. C., REEDR. R., 1999. Chemosensation: mole-cular mechanism in worms and mammals. Trends Genet. 15, 150–153.
PUGHE. N. jr., LAMBT. D., 1993. Amplification and kine-tics of the activation steps in phototransduction. Biochim. Biophys. Acta 1411, 111–149.
RANGANATHAN R., 1994. Evolutionary origins of ion channels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 3484– 3486.
RASMUSSENH., GOODMAND. B., 1977. Relationships be-tween calcium and cyclic nucleotides in cell ac-tivation. Physiol. Rev. 57, 421–509.
RAYERB,. NAYNERTM., STIEVEH., 1990. Phototransduc-tion: different mechanisms in vertebrates and
invertebrates. J. Photochem. Photobiol. B. 7, 107–148.
REBRIKT. I., KORENBROTJ. L., 1998. In intact cone photo-receptors, a Ca2+-dependent, diffusible factor mo-dulates the cGMP-gated ion channels differently than in rods. J. Gen. Physiol. 112, 537–548. RICHARDSM. J., GORDONS. E., 2000. Cooperativity and
cooperation in cyclic nucleotide-gated ion chan-nels. Biochemistry 39, 14003–14011.
ROOFD. J., HEUSERJ. E., 1982. Surfaces of rod photore-ceptor disk membranes: integral membrane com-ponents. J. Cell Biol. 95, 487–500.
ROOTM. J., MACKINNONR., 1993. Identification of an external divalent cation-binding site in the pore of a cGMP-activated channel. Neuron 11, 459–466.
RUIZM. L., KARPEN J. W., 1997. Single cyclic nucleoti-de-gated channels locked in different ligand-bo-und states. Nature 389, 389–392.
SAVCHENKOA., KRAFTT. W., MOLOKANOVAE., KRAMERR. H., 2001. Growth factor regulate phototransduc-tion by modulating cyclic nucleotide gated chan-nels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 5880–5885. SEIFERTR., EISMANNE., LUDWIGJ., BAUMANNA., KAUPPU.
B., 1999. Molecular determinants of a Ca2+ -bin-ding site in the pore of cyclic nucleotide-gated channels: S5/S6 segments control affinity of intra-pore glutamates. EMBO J. 18, 119–130.
STELLAS. L., THORENSONW. B., 2000. Differential modu-lation of rod and cone calcium currents in tiger salamander retina by D2 dopamine receptors and cyclic AMP. Eur. J. Neurosci. 12, 3537–3548.
STRYERL., 1999.Biochemia. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 353–354.
TORREV., MENNINIA., 1994. Selectivity and single-chan-nel properties of the cGMP-activated chansingle-chan-nel in amphibian retinal rods. Academic Press Inc. USA 345–358.
TRIVEDIB., KRAMERR. H., 1998. Real-time patch-cram detection of intracellular cGMP reveals long-term suppression of responses NO and muscarinic ago-nists. Neuron 21, 895–906.
VARNUMM. D., ZAGOTTAW. N., 1997. Interdomain inte-ractions undelying activation of cyclic nucleoti-de-gated channels. Science 278, 110–113. WALDBILLINGR. J., PFEFFERB. A., SCHOENT. J., ADLERA. A.,
SHEN-ORR Z., SCAVO L., LEROITH D., CHADER G. J., 1991. Evidence for an insulin-like growth factor autocrine-paracrine system in the retinal photore-ceptor-pigment ephitelial cell complex. J. Neuro-chem. 57, 1522–1533.
WALERCZYKM., FABCZAKH., FABCZAKS., 2000.Reakcja fotofobowa u orzêska Stentor coeruleus — bada-nia elektrofizjologiczne. Post. Hig. Med. Doœw. 54, 329–339.
WEITZ D., ZOCHE M., MÜLLER F., BEYERMANN M., KÖRSCHENH. G., KAUPPU. B., KOCHK. -W., 1998. Calmodulin controls the rod photoreceptor CNG channel through an unconventional binding site in the N-terminus of theb-subunit. EMBO J. 17, 2273–2284.
WILSONR., AINSCOUGHR., ANDERSONK., BAYNESC., BERKS M., BONFIELDJ., BURTONJ., CONNELLM., COPSEYT., COOPERJ., 1994. 2,2 Mb of contiguous nucleotide
sequence from chromosome III of C. elegans. Natu-re 368, 32–38.
WISSINGERB., MÜLLERF., WEYANDI., SCHUFFENHAUERS., THANOSS., KAUPPU. B., ZRENNERE., 1997. Cloning, chromosomal localization and functional expression of the gene encoding thea-subunit of the cGMP-gated channel in human cone photore-ceptors. Eur. J. Neurosci. 9, 2512–2521.
WOHLFARTP., HAASEW., MOLDAYR. S., COOKN. J., 1992. Antibodies against synthetic peptides used to de-termine the topology and site of glycosylation of the cGMP-gated channel from bovine rod photore-ceptors. J. Biol. Chem. 267, 644–648.
WOMACKK. B., GORDONS. E., HEF., WENSELT. G., LUC. C., HILGEMANND. W., 2000. Do phosphatidylinositi-des modulate vertebrate phototransduction? J. Neurosci. 8, 2792–2799.
YANGJ., ELLINORP. T., SAYHERW. A., ZHANGJ. -F., TSIENR. W., 1993.Molecular determinants of Ca2+
selec-tivity and ion permeation in L-type Ca2+channels. Nature 366, 158–161.
YAUK. -W., BAYLORD. A., 1989. Cyclic GMP-activated conductance of retinal photoreceptor cells. Annu. Rev. Neurosci. 12, 289–327.
YUW. P., GRUNWALDM. E., YAUK. -W., 1996. Molecular cloning, functional expression and chromosomal localization of a human homolog of the cyclic nucleotide-gated ion channel of retinal cone pho-toreceptor. FEBS Lett. 393, 211–215.
ZHENGJ., TRUDEAUM. C., ZAGOTTAW. N., 2002. Rod cyc-lic nucleotide-gated channels have a stoichiome-try of tree CNGA1 subunits and one CNGB1 subu-nit. Neuron 36, 891–896.
ZUFALLF., FIRESTEINS., SHEPHERDG. M., 1994. Cyclic nuc-leotide-gated ion channels and sensory transduc-tion in olfactory receptor neurons. Annu. Rev. Bi-phys. Biomol. Struct. 23, 577–607.
