1
POLITECHNIKA WARSZAWSKA WYDZIAŁ CHEMICZNY
Kierunek: TECHNOLOGIA CHEMICZNA
Joanna Tolak
„Charakteryzacja nanokryształów CdSe za pomocą elektroforezy kapilarnej”
Praca dyplomowa na stopień inżyniera
wykonana w Katedrze Chemii Analitycznej
Kierujący pracą dr hab. inż. Sławomir Oszwałdowski
2
Pragnę szczególnie podziękować
Panu dr hab. inż. Sławomirowi Oszwałdowskiemu Za poświęcony czas, okazaną pomoc
i merytoryczne wsparcie.
3
Serdecznie dziękuję wszystkim Tym, którzy swoją pomocą bądź radą przyczynili się do powstania tej pracy.
4
1. Cel pracy ... 5
2. Część literaturowa ... 5
Nanokryształy ... 5
2.1. Nanokryształy półprzewodnikowe ... 5
2.1.1. Modyfikacja powierzchni nanokryształów ... 8
2.1.2. Nanokryształy CdSe ... 9
2.1.3. Surfaktanty ... 10
2.2. Surfaktanty i micele ... 10
2.2.4. Zastosowanie surfaktantów w chemii analitycznej ... 12
2.2.5. Zastosowanie surfaktantów w elektroforezie kapilarnej ... 15
2.2.6. Elektroforeza kapilarna ... 16
2.3. Podstawy teoretyczne ... 16
2.3.1. Aparatura i system detekcji ... 18
2.3.2. Rozdzielanie elektroforetyczne nanoobiektów ... 20
2.3.3. 2.3.3.1. Zastosowanie elektroforezy kapilarnej do rozdzielania i charakteryzacji nanokryształów... 22
Metoda warstw ... 23
2.3.4. Elektroforeza planarna jako przykład innych metod elektroforetycznych charakteryzacji 2.3.5. nanokryształów ... 25
3. Część eksperymentalna ... 27
Aparatura ... 27
3.1. Odczynniki ... 28
3.2. Przygotowanie roztworów próbek ... 29
3.2.1. 3.2.1.1. Roztwór elektrolitu – tetraboranu sodu ... 29
3.2.1.2. Roztwory próbek ... 29
3.2.1.3. Roztwory surfaktantów ... 30
Modyfikacja nanokryształów CdSe ... 31
3.2.2. Przygotowanie aparatu do elektroforezy kapilarnej ... 32
3.2.3. Badanie przewodności elektrolitu oraz warstw micelarnych ... 33
3.3. Wybór warunków detekcji w warunkach elektroforezy kapilarnej... 33
3.3.1. Rozdzielanie elektroforetyczne modyfikowanych nanokryształów CdSe ... 38
3.4. Wnioski ... 45
3.5. 4. Streszczenie... 46
5. Literatura ... 48
6. Załącznik 1 ... 49
5
1. Cel pracy
Celem pracy jest zastosowanie elektroforezy kapilarnej do rozdzielania i charakte- ryzacji nanokryształów CdSe modyfikowanych powierzchniowymi ligandami.
Modyfikacja warunków prowadzenia rozdziału elektroforetycznego, takich jak stę- żenie elektrolitu, skład warstwy micelarnej, przykładane napięcie oraz obserwacja zmian równowagi dla nanokryształu pomiędzy, elektrolitem i warstwą micelarną jest celem obecnej pracy
2. Część literaturowa
Nanokryształy 2.1.
Nanokryształy półprzewodnikowe 2.1.1.
Nanokryształy, inaczej kropki kwantowe (QD – quantum dots), są to półprzewod- nikowe kryształy o wymiarze 2 – 8 nm, które posiadają unikatowe właściwości fotoche- miczne i fizykochemiczne, znajdujące szerokie zastosowanie w elektronice, biologii i medycynie. Kropki kwantowe zbudowane są z atomów pierwiastków grupy II i IV np.
CdSe, CdTe, ZnO lub grupy III i V np. InP, InS.
Struktura pasmowa nanokryształów półprzewodnikowych wykazuje małą energe- tyczną przerwę wzbronioną, zmieniającą się wraz ze zmianą rozmiarów nanokryształów [1]. Jeśli do kryształu dostarczona zostanie energia, elektrony z pasma walencyjnego przechodzą do pasma wzbronionego co pozwala im na swobodne poruszanie się w mate-
6
riale [2]. Zjawisko fluorescencji jest ściśle związane z elektronami w stanie wzbudzonym, które powracając do stanu podstawowego emitują promieniowanie.
W półprzewodnikach o rozmiarach makroskopowych szerokość pierwszego wzbu- dzonego pasma (ang. first exciting band) jest ustalonym parametrem, właściwym dla da- nego materiału. Sytuacja zmienia się w przypadku nanowymiarowych struktur, następuje wtedy kwantowe ograniczenie elektronów w czasie ich wzbudzenia. To powoduje, że zmiany w rozmiarze nanocząstek mają swoje odbicie w ich widmie. Gdy rozmiar kropki kwantowej maleje, przerwa energetyczna rośnie, co powoduje przesunięcie maksimum λmax absorpcji w kierunku krótszych fal (Rysunek 1a).
Nanokryształy wraz ze zmianą rozmiarów emitują promieniowanie o różnej barwie - od niebieskiego do czerwonego co obrazuje Rysunek 1b.
Rysunek 1. a) Przesunięcie maksimum absorpcji w zależności od rozmiaru nanokryształu półprzewodnikowego b) Zmiana fotolumiescencji nanokryształu w funkcji rozmiaru nanokryształu. [3]
7
Kropki kwantowe charakteryzują się szerokim pasmem absorpcji i wąskim pasmem emi- sji, co znacząco odróżnia je od barwników organicznych(Rysunek 2).
Rysunek 2. Widmo absorpcji i emisji nanokryształów półprzewodnikowych (CdSe). [4]
8
Modyfikacja powierzchni nanokryształów 2.1.2.
W celu różnicowania właściwości danego nanokryształu wymienia się ligandy znajdujące się na jego powierzchni. W większości przypadków nowe ligandy są mocniej związane z powierzchnią nanokryształu niż te wymienione. Ze względu na swoje zasto- sowanie, zazwyczaj w środowisku wodnym, hydrofobowe nanokryształy muszą być sta- bilizowane w środowisku polarnym. W takim przypadku przeniesienie fazowe staje się konieczne, jeżeli nanokryształ nie może być syntezowany z ligandem powierzchniowym, pozwalającym na solubilizację.
W przypadku przeniesienia fazowego istnieją trzy możliwości: wymiana ligandu, modyfikacja ligandu, lub zastosowanie warstw ligandów, które stabilizują strukturę. Na- nokryształy CdSe i CdSe/ZnS są często stabilizowane przez trioktylofosfinę (TOP) lub tlenek trifenylofosfiny (TOPO), które wiążą się najlepiej z atomami Cd i Zn. Moc wiąza- nia ligandu z nanokryształem zależy również od kształtu i wielkości cząsteczki ligandu.
Dla nanokryształów półprzewodnikowych typ ligandu, którym są pokryte, wpływa na ich wydajność fluorescencyjną. [5]
9
Nanokryształy CdSe 2.1.3.
Jednymi z najlepiej zbadanych i poznanych nanokryształów są nanokryształy CdSe.
Ich synteza jest stosunkowo prosta. Odczynniki do syntezy nanokryształów CdSe są ła- two dostępne i niedrogie, a metody syntezy są szeroko opisane w wielu publikacjach.
Pierwszą metodę syntezy nanokryształów CdSe opisał Bewendi [6]. Metoda ta polega na wykorzystaniu dimetylokadmu (Cd(CH3)2) jako prekursora metaloorganicznego. Pozosta- łe odczynniki to tlenek trioktylofosfiny (TOPO), trioktylofosfina (TOP) oraz selenek trioktylofosfiny (TOPSe).
Syntezę przeprowadzono w bardzo wysokiej temperaturze. Do gorącego prekursora koordynującego, czyli mieszaniny TOPO i TOPSe w TOP, wprowadzano prekursor me- taloorganiczny (dimetylokadm), powodując szybkie rozpoczęcie krótkiego zarodkowania kryształów. W czasie opadania temperatury następuje wzrost nanokryształów CdSe. Me- toda ta nosi nazwę syntezy za pomocą gorącego wstrzyknięcia.
Rysunek 3. Synteza nanokryształów CdSe metodą gorącego wstrzyknięcia. [7]
10
Surfaktanty 2.2.
Surfaktanty i micele 2.2.4.
Przez surfaktanty, czyli substancje powierzchniowo czynne rozumiemy substancje, które gromadzą się na powierzchni rozdzielającej dwie fazy ciekłe lub fazę ciekłą i fazę gazową (np. powietrze) i modyfikujące jej właściwości. Cząsteczka surfaktantu składa się z długiego łańcucha węglowodorowego i z grupy hydrofilowej, nadającej jej charakter polarny. Unikalna budowa nadaje surfaktantom szereg właściwości, np. pozwala na znaczne obniżenie napięcia powierzchniowego oraz tworzenie agregatów micelarnych, co wyróżnia je spośród innych związków amfifilowych, posiadających zdolność do adsor- bowania się na granicach międzyfazowych.
Ładunek surfaktantu wynikający bezpośrednio z obecności grup funkcyjnych klasy- fikuje surfaktanty na trzy grupy:
• Surfaktanty anionowe – naładowane ujemnie, zawierające grupę karboksylową, sulfonową lub siarczanową. Często występują w postaci soli kwasów alkilokarboksylo- wych, najczęściej soli sodowych i potasowych (mydła),
• Surfaktanty kationowe – naładowane dodatnio, zwykle zawierają grupę aminową,
• Surfaktanty niejonowe – nie posiadają ładunku, zbudowane zazwyczaj z grup oli- gooksyetylenowych lub cukrowych. [8]
Monomery surfaktantu (do kilku nm) łączą się, tworząc micele, czyli agregaty o wymiarach cząstek koloidalnych. Czynnikami wpływającymi na kształt i wielkość hydro- dynamiczną są hydrofobowe części - ze względu na tendencję do skupiania się w agrega- ty oraz hydrofilowe części - ze względu na efekt odpychania elektrostatycznego. Do two- rzenia miceli dochodzi jedynie po przekroczeniu krytycznego stężenia micelizacji (CMC) (np. CSDS=8 mmol/dm3 dla SDS).
Kształt miceli zależy od stężenia surfaktantu. Chociaż spotyka się micele kuliste, w stężeniach powyżej CMC, zazwyczaj, mają one kształt spłaszczonych kul, a w stężeniach jeszcze większych przybierają kształt pręta.
.
11
Najczęściej występujące rodzaje miceli przedstawiono na Rysunku 4.
Rysunek 4. Micele: a) sferyczne b) odwrócone c) cylindryczne d) podwójne dwuwarstwowe micele płaskie e) pęcherzykowate (liposomy). [9]
W czasie wykonywania pracy zastosowano mieszaniny surfaktantów składające się z surfaktantu niejonowego – pochodnej eteru polietylenoglikolowego (TX -100), w po- łączniu z surfaktantem anionowym siarczanem dodecylu (SDS) lub solą sodową sulfo- bursztynianu dioktylu (DOSS). Układ taki jest układem mieszanych micel. Są to surfak- tanty dobrze poznane, łatwo dostępne oraz stosunkowo tanie. Poniżej przedstawiono ich struktury chemiczne (Rysunek 5).
12 a)
TX-100
b)
DOSS
c)
SDS
Zastosowanie surfaktantów w chemii analitycznej 2.2.5.
Surfaktanty są bardzo szeroko stosowane w chemii analitycznej ze względu na swo- je właściwości. Jednym z najważniejszych zastosowań surfaktantów jest ich wyjątkowa zdolność do rozpuszczania substancji trudno rozpuszczalnych w wodzie, na zasadzie ter- modynamicznie stabilnych izotropowych mieszanin. Zjawisko to jest ściśle związane z tworzeniem miceli, ponieważ gwałtowny wzrost rozpuszczalności obserwuje się przy
Rysunek 5. Struktury użytych w pracy surfaktantów a) Triton X -100 b) sulfobursztynian dioktylu (DOSS) c) siarczan dodecylu (SDS)
13
osiągnięciu krytycznego stężenia micelizacji. Rozpuszczalność zwiększa się proporcjo- nalnie ze zwiększeniem stężenia surfaktantu.
Amfifilowe surfaktanty rozpuszczalne w węglowodorach łączą się w agregaty dając odwrócone micele, w których polarne części zamknięte są w środku agregatu. Tak zorga- nizowane agregaty powodują, że substancje rozpuszczalne w wodzie stają się rozpusz- czalne również w węglowodorach.
Środki powierzchniowo czynne stosowane są również do poprawy systemów detek- cji opartych o metody spektralne. Agregaty powierzchniowe zostały uznane za bardzo pomocne w przezwyciężaniu problemów związanych z wykorzystaniem rozpuszczalni- ków organicznych w molekularnej spektroskopii (pomiar absorpcji/luminescencji). W większości przypadków stosowanie związków powierzchniowo czynnych, w metodach spektroskopowych, poprawia czułość metody.[10]
Spektrometria UV-VIS
Problemy napotykane podczas oznaczania substancji za pomocą spektrometrii UV- VIS dotyczą m.in. ograniczonej rozpuszczalności analitów lub ich barwnych pochodnych w wodzie (konieczność ekstrakcji do rozpuszczalnika organicznego), niskiej selektywno- ści, ze względu na spektralne pokrywanie się pasm absorpcji produktów i reagentów, wpływ zakłóceń pochodzących od innych składników próbki , czy powolne ustalanie się równowagi pomiędzy analitem a innymi odczynnikami. Większość z wyżej wymienio- nych niekorzystnych zjawisk może być wyeliminowana przez stosowanie związków po- wierzchniowo czynnych. Jonowe związki amfifilowe stosowane są zazwyczaj, w niskich stężeniach (poniżej CMC), jako odczynniki tworzące pary jonowe, natomiast dla stężeń powyżej CMC układy micelarne stosowane są jako rozpuszczalniki lub nośniki reagen- tów.
W pierwszym przypadku tworzenie hydrofobowych par jonowych sprzyja ekstrak- cji analitu do rozpuszczalnika organicznego. W drugim, zastosowanie środowiska mice- larnego pozwala na usytuowanie analitu w różnych obszarach agregatu, przez co zmienia- ją się właściwości substancji rozpuszczonej, ze względu na efekty elektrostatyczne i hy- drofobowe. [10]
14 Elektrochemia
Związki powierzchniowo czynne są stosowane w elektrochemii do solubilizacji niepolarnych związków organicznych w środowisku wodnym. Surfaktanty działają jako supresory w polarografii (zwykle w stężeniach poniżej CMC), tj. absorbują się na po- wierzchni elektrody, skutkiem czego jest zahamowanie procesu polaryzacji.
Elektroaktywne substancje solubilizujące, znajdujące się w micelach mogą uczestniczyć w reakcjach redoks zachodzących na elektrodach lub w roztworze, gdzie prąd jest kontro- lowany przez dyfuzję.
Większość badań elektrochemicznych z użyciem agregatów micelarnych jest wyko- rzystywana w celu poznania układów micelarnych, solubilizacji innych związków lub badania mechanizmu reakcji redoks zachodzących w micelach. [10]
15
Zastosowanie surfaktantów w elektroforezie kapilarnej 2.2.6.
Chromatografia micelarna (MLC)
Roztwory micelarne stosowano jako fazy ruchome w cieczowych technikach chro- matograficznych. Większość przypadków dotyczy wysokosprawnej chromatografii cie- czowej (HPLC) w układzie odwróconych faz lub chromatografii planarnej. W tej sytuacji roztwory micelarne są stosowane jako pseudofaza (micelarna chromatografia (MLC)).
Pozwala to na separację związków zarówno jonowych jak i niejonowych. Ponadto roz- twory organiczne zawierające odwrócone micele są stosowane jako składnik eluentów w chromatografii cieczowej w układzie faz normalnych. Cechą wspólną wszystkich powyż- szych technik jest mikroheterogeniczność, czyli obecność mikroukładu faza wodna/faza micelarna. Obecność tego zjawiska umożliwia organizację rozdzielanych substancji, obecnych w różnych regionach agregatów micelarnych.
W tradycyjnej chromatografii cieczowej czas retencji każdego analitu jest pochodną podziału adsorpcji analitu pomiędzy fazą ruchomą a fazą stacjonarną, natomiast w chro- matografii micelarnej jest to bardziej złożony proces, oparty na podziale substancji mię- dzy fazę micelarną, roztwór wodny i fazę stacjonarną. [10,11]
Micelarna elektrokinetyczna chromatografia (MECK)
Micelarna elektrokinetyczna chromatografia jest wariantem klasycznej elektrofore- zy kapilarnej. Dzięki wprowadzeniu do elektrolitu kationowych, anionowych lub niejo- nowych surfaktantów, w stężeniu pozwalającym na powstanie miceli, w kapilarze tworzy się układ micelarny (pseudofaza). W ten sposób można rozdzielać anality nie posiadające ładunku lub anality słabo rozpuszczalne w wodzie.
Rozdzielanie analitu jest determinowane różnym powinowactwem substancji do miceli i wodnego roztworu elektrolitu, który determinuje stopień podziału. Związki hy- drofilowe nie oddziaływują z micelą i prędkość ich przepływu zależy bezpośrednio od przepływu elektroosmotycznego(k’=0). Natomiast substancje hydrofobowe z łatwością przenikają do wnętrze miceli, dzięki czemu prędkość ich poruszania się jest równa pręd- kości przepływu miceli(k’= . Substancje o pośrednim charakterze migrują zgodnie ze stopniem podziału pomiędzy k’=0 i k’= . [12,13]
16
Elektroforeza kapilarna 2.3.
Podstawy teoretyczne 2.3.1.
Elektroforeza kapilarna (CE) jest techniką wykorzystującą szybkość migracji czą- steczek posiadających ładunek, w wyniku przyłożenia zewnętrznego pola elektrycznego.
Ruchliwość jonu zależy od jego ładunku i promienia, jak również od jego budowy oraz właściwości fizycznych. Wszystkie te cechy są podstawą rozdzielania elektroforetyczne- go. W przypadku przepływu normalnego, przepływ jest generowany przez kationy elek- trolitu poruszające się w kierunku katody (polaryzacja ujemna). W odróżnieniu od elek- troforezy planarnej, wykorzystującej migrację naładowanych cząstek w żelu agarozo- wym, w elektroforezie kapilarnej stosuje się kapilary krzemionkowe o średnicy 50-100 µm i długości do 100 cm.
Działanie elektroforezy opiera się na dwóch głównych zjawiskach, przepływie ele- kroosmotycznym i ruchliwości elektroforetycznej. Przepływ elektroosmotyczny (EOF) jest to ruch elektrolitu wraz z analitem w buforze pod wpływem przyłożonego zewnętrz- nego pola elektrycznego. W dużym uproszczeniu można powiedzieć, że mechanizm nor- malnego przepływu elektroosmotycznego (elektrolit porusza się w kierunku katody) sprowadza się do tworzenia na wewnętrznej powierzchni kapilary podwójnej warstwy elektrycznej. Zjawisko to powstaje w wyniku jonizacji grup silanolowych (-Si-OH) znaj- dujących się na ściankach krzemionkowej kapilary.
Efekt jonizacji uzyskuje się poprzez przemycie kapilary roztworem NaOH przed rozpoczęciem analizy. Ściankom kapilary nadawany jest ładunek ujemny, co powoduje oddziaływanie z dodatnio naładowanymi jonami buforu i powstanie podwójnej warstwy elektrycznej (potencjał elektrokinetyczny). Część dyfuzyjna tej warstwy tworzona jest przez składniki elektrolitu, które słabiej oddziaływują z powierzchnią kapilary i rozciąga- ją się w głąb roztworu. [14,15]
17
\
Rysunek 6. Rozkład ładunków wewnątrz kapilary. [14]
Przyłożenie zewnętrznego pola elektrycznego powoduje ruch hydratowanych katio- nów elektrolitu w kierunku elektrody ujemnej, czyli od anody do katody. Obecność wod- nej otoczki sprawia, że przemieszczające się dodatnie jony ‘pociągają’ za sobą całość roztworu, czyli cząsteczki obojętne i ujemnie naładowane posiadające małą ruchliwość elektroforetyczną.
Stabilność oraz szybkość przepływu elektroosmotycznego jest wyjątkowo ważna.
Możemy ją kontrolować za pomocą: pH, siły jonowej elektrolitu, natężenia pola elek- trycznego, dodatków substancji chemicznych do elektrolitu i modyfikacji wewnętrznej powierzchni kapilary. Celem ustalenia odpowiednich warunków rozdziału jest osiągnię- cie jak najlepszej rozdzielczości w jak najkrótszym czasie oraz uzyskanie powtarzalności wyników.
Drugim zjawiskiem, na którym opiera się elektroforeza kapilarna jest ruchliwość elektroforetyczna (EP) charakterystyczna dla danego jonu. Ruchliwość elektroforetyczna generalnie zależy od stosunku ładunku niesionego przez cząsteczkę do wielkości jej pro- mienia. Na obserwowaną szybkość migracji cząsteczek składa się zarówno przepływ elektroosmotyczny, jak i ruchliwość elektroforetyczna. [14,15]
18
Rysunek 7 przestawia kolejność migracji jonów w zależności od niesionego ładunku i rozmiaru.
Rysunek 7. Kolejność migracji jonów w zależności od ładunku i rozmiaru jonu.
Aparatura i system detekcji 2.3.2.
Aparat do elektroforezy kapilarnej składa się z elementów przedstawionych na Rysunku 8 [14]:
Rysunek 8. Schemat aparatu do elektroforezy kapilarnej. [14]
19
• Źródło wysokiego napięcia - wysokie napięcie rzędu 5-30 kV przykładane jest do końców kapilary za pomocą dwóch elektrod platynowych umieszczonych w pojemnikach z buforem.
• Kapilara - najczęściej stosowane są kapilary ze stopionej krzemionki, pokryte po- liimidową warstwą ochronną, o średnicy wewnętrznej 10-100 µm i długości od 20 do 100 cm. Końce kapilary umieszczone są w pojemnikach wypełnionych odpowiednim bufo- rem.
• Zbiorniki z elektrolitem – wlotowy i wylotowy oraz zbiornik z próbką.
• Dwie elektrody platynowe zanurzone w zbiornikach z elektrolitem.
• System wprowadzania próbki.
• Detektor.
• Komputer sterujący.
Systemy detekcji w elektroforezie kapilarnej
Techniki detekcji spektrofotometrycznej, fluorescencyjnej i amperometrycznej w elektroforezie kapilarnej możemy podzielić na techniki pośrednie i bezpośrednie [15].
Techniki pośrednie:
Do elektrolitu wprowadza się substancje chemiczne dające duży sygnał i na jego tle obserwujemy wyraźne sygnały ujemne od składników próbki. Ta metoda może być sto- sowana gdy analizowane związki nie absorbują promieniowania UV-VIS.
Techniki bezpośrednie:
Mierzony przez dany detektor sygnał pochodzący od elektrolitu jest niski, dzięki czemu na jego tle obserwowane są dodatnie sygnały pochodzące od analitów.
Najczęściej stosowane detektory w elektroforezie kapilarnej to:
• Detektor spektrofotometryczny UV-VIS; wykorzystuje on absorbcję promieniowa- nia ultrafioletowego lub widzialnego przez badane substancje.
• Detektor fluorescencyjny; wykorzystuje zjawisko emisji światła (fluorescencji) o mniejszej energii (większej długości fali), emitowanego przez oznaczaną substan- cję na skutek wzbudzenia pod wpływem promieniowania o większej energii (mniejszej długości fali).
• Detektor wykorzystujący technikę spektrometrii mas; metoda polega na jonizacji analizowanych związków i rozdzielaniu powstałych jonów w polu elektromagne- tycznym w zależności od stosunku ich masy do ładunku.
20
• Detektor amperometryczny; wykorzystuje przepływ prądu między elektrodami detektora, powstający na skutek utleniania lub redukcji substancji elektroaktyw- nych z próbki na powierzchni elektrody roboczej.
• Detektor konduktometryczny; jego działanie polega na pomiarze zmian przewod- nictwa elektrolitu, powstających na skutek obecności w nim rozdzielonych skład- ników próbki.
Rozdzielanie elektroforetyczne nanoobiektów 2.3.3.
Opisane w rozdziale 4.1. rozdzielanie za pomocą elektroforezy kapilarnej dotyczy jedynie niewielkich jonów. Rozważając migrację nanoobiektów obdarzonych ładunkiem należy uwzględnić cztery różne siły, odpowiedzialne za ich ruchliwość [16].
Pierwsza z wyżej wymienionych sił to siła wywierana przez zewnętrzne pole elek- tryczne, odpowiedzialna za migrację nanoobiektu w kapilarze (oznaczona jako 1 na Ry- sunku 9).
Rysunek 9. Schemat przedstawiający siłę wywieraną przez zewnętrze pole elektryczne(1) oraz siłę tarcia Stokesa(2).
Siłę nr 1 można opisać w następujący sposób. Kiedy jon znajduje się w polu elek- trycznym działa na niego siła (Felec), która jest proporcjonalna do ładunku jonu (q) oraz natężenia pola elektrycznego (E). Zależność tą przedstawia następujący wzór [16]:
Kolejna, to siła tarcia Stokesa (oznaczona jako 2 na Rysunku 9). Jest to siła spo- walniająca ruch cząsteczki, będąca funkcją migracji nanoobiektu. Kiedy obiekt zaczyna poruszać się ze stałą prędkością (υ) działa na nią siła oporu. Siła ta posiada przeciwny kierunek do siły oznaczonej nr 1 na Rysunku 9. Siła oporu (Fdrag) jest proporcjonalna do prędkości cząsteczki [16]:
21
Współczynniki proporcjonalności, zapisany w powyższym wzorze jako f, nazywa- ny jest także współczynnikiem tarcia. Na przykład, biorąc pod uwagę kuliste obiekty, w trakcie przepływu współczynnik tarcia wyraża się prawem Stokesa [16]:
Gdzie ɳ jest lepkością środowiska otaczającego obiekt, r jest hydrodynamicznym pro- mieniem obiektu.
Z powyższych wzorów wynika, że im większy hydrodynamiczny promień obiektu tym większy współczynnik tarcia, a co za tym idzie większa siła tarcia.
Biorąc pod uwagę wszystkie powyższe zależności, ruch obiektów w polu elektrycznym jest opisany jako różnica siły wywieranej przez pole elektryczne oraz siły tarcia. Zależ- ność tą przedstawia poniższy wzór [16]:
Gdzie:
m – masa obiektu.
Podczas rozdzielania nanocząsteczek za pomocą elektroforezy kapilarnej występuje również efekt relaksacyjny (Rysunek 10). Efekt ten można opisać następująco: kulisty nanoobiekt posiada na powierzchni jony ujemnie naładowane, wokół nich tworzy się warstwa przeciwjonów. Pod wpływem ruchu obiektu warstwa jonów zmienia swój kształt na podłużny, co wpływa na ruchliwość cząsteczki.
Rysunek 10. Schemat przedstawiający efekt relaksacyjny, podczas migracji naładowanych nanoob- iektów.
22
Ostatnia, czwarta siła to opóźnienie elektroforetyczne (Rysunek 11). Biorąc pod uwagę współczynnik tarcia, wiadomym jest, że dla obiektów kulistych tylko promień przekłada się na migrację. Jednak w przypadku obiektów o kształcie podłużnym (Rysu- nek 11), jest również funkcją orientacji obiektu w odniesieniu do kierunku pola elek- trycznego. Jest to wyrażone za pomocą wzoru [16]:
-1
gdzie K1,K2 to stałe
Z powyższego wzoru wynika, że jeśli obiekt posiada kształt podłużny (jak na Rysunku 11) musi zostać wykonana dodatkowa praca (związana z kątem Θ, czyli kątem nachylenia obiektu do pola elektrycznego) „ustawiająca” obiekt równolegle do pola elektrycznego.
Rysunek 11. Schemat przedstawiający opóźnienie elektroforetyczne.
.
W zależności od wielkości, nanoobiekty mogą przypominać duże kompleksy białek lub małych mikroorganizmów, np. wirusów. Dzięki temu znajomość metod analitycznych do rozdzielania białek i biokoloidów może być przydatna do opracowania metod rozdzie- lania nanocząstek. Bardzo szeroko opisaną metodą rozdziału białek jest elektroforeza kapilarna i może ona być również wykorzystana do analizy nanoobiektów.
2.3.3.1. Zastosowanie elektroforezy kapilarnej do rozdzielania i charakteryzacji nanokryształów
Elektroforeza kapilarna to skuteczna technika rozdzielania cząsteczek posiadają- cych ładunek. Okazała się ona także skuteczna w rozdzielaniu nanokryształów. Dzięki wysokiej selektywności, niskiej granicy wykrywalności, małemu zużyciu próbki jest techniką szeroko stosowaną, szczególnie w rozdzielaniu nanokryształów. Elektroforeza kapilarna, ze względu na to, że jest bardzo zaawansowaną techniką separacji stosowana
23
jest w rozdziale nanoobiektów na bazie tlenków metali srebra i złota. Ponadto CE jest wykorzystywana jako metoda charakteryzacji wielkości nanocząsteczek złota. W celu kontroli ilości ligandów znajdujących się na powierzchni nanokryształu konieczne jest wyznaczenie wielkości nanokryształu i elektroforeza kapilarna pozwala na taką analizę.
W przypadku elektroforezy z dodatkiem polimeru do elektrolitu, aby osiągnąć zadowala- jący efekt rozdzielania, należy kontrolować następujące parametry: stężenie i rodzaj po- limeru, pH, stężenie elektrolitu oraz przykładane napięcie. [17]
Metoda warstw 2.3.4.
Rozdzielanie nanoobiektów przy użyciu metody warstw, jest możliwe po modyfi- kacji obiektów surfaktantami. W ten sposób zmodyfikowane nanoobiekty posiadają cechy micelarne zbliżone do tych istniejących w układach micelarnych surfaktantów. Warstwą w tej metodzie (CE) jest wypełnienie kapilary mieszaniną surfaktantów (micele miesza- ne), o odpowiednim stężeniu wraz z dyspergowanymi nanoobiektami. Pseudomicele, jak możemy nazwać zmodyfikowane nanoobiekty, wraz z regularnymi micelami tworzą sta- bilną fazę pseudomicelarną, stosowaną jako warstwa w CE.
Stosując metodę warstw można zaobserwować różne warianty migracji nanokrysz- tałów w obrębie warstwy micelarnej, jak i poza nią.
Najczęstszy przypadek to sytuacja, przedstawiona na Rysunku 12 , kiedy nano- kryształy ulegają zatężeniu na granicy faz warstwa micelarna/elektrolit. [18]
A – warstwa micelarna
Rysunek 12. Zatężanie nanokryształów na granicy faz warstwa micelarna/elektrolit, stosując warstwę micelarną. [18]
24
W wyniku modyfikacji elektrolitu ustala się równowaga - część nanokryształów jest zatę- żana na granicy faz warstwa micelarna/elektrolit, druga część znajduje się poza warstwą micelarną, w warstwie elektrolitu (Rysunek 13).
Rysunek 13. Równowagi istniejące pomiędzy nanokryształami zatężonymi na granicy faz - warstwa micelarna/elektrolit a nanokryształami znajdującymi się poza warstwą micelarną. [18]
Dalsza modyfikacja elektrolitu prowadzi do sytuacji, gdzie zachodzi migracja nanokrysz- tałów tylko poza warstwę micelarną - w warstwie elektrolitu (Rysunek 14).
A-warstwa micelarna
Rysunek 14. Migracja nanokryształów w przypadku przemieszczenia się nanokryształów poza war- stwę micelarną. [18]
Wydajność rozdziału w powyższych przypadkach opisywana jest przez liczbę półek teo- retycznych ,gdzie tm – czas retencji, W1/2 – szerokość piku w połowie jego wysokości. Czyli w pierwszym przypadku (Rysunek 12) mamy do czynienia z naj-
25
większą liczbą półek teoretycznych. Najmniejszą liczbę półek teoretycznych otrzymano w ostatnim przypadku (Rysunek 14).
Elektroforeza planarna jako przykład innych metod elek- 2.3.5.
troforetycznych charakteryzacji nanokryształów
W elektroforezie żelowej ośrodkiem, w którym przemieszczają się analizowane substancje jest żel wykonany z agarozy, poliakrylamidów, agaru lub skrobii. Żel uformo- wany w płytkę długości kilkunastu - kilkudziesięciu centymetrów i grubości od ułamka do kilku milimetrów. Kroplę analitu nanosi się w zagłębienie w żelu (studzienkę). W za- leżności od techniki, cały żel lub jego końce zanurzone są w przewodzącym prąd roztwo- rze buforowym. Wzdłuż krawędzi żelu, zwykle na dwóch przeciwległych bokach płytki, biegną elektrody, do których przykłada się stałe lub asymetryczne pulsujące napięcie elektryczne. Ze względu na zróżnicowaną mobilność elektroforetyczną, ruchliwsze (za- zwyczaj mniejsze) cząsteczki oddalają się szybciej od miejsca naniesienia próbki. Prze- bieg elektroforezy można monitorować nanosząc (na osobnych ścieżkach lub razem z preparatem) specjalne barwniki (tzw. markery) o znanej mobilności elektroforetycznej.
[15]
Rysunek 15. Schemat aparatu do elektroforezy planarnej: a) w wersji pionowej, b) w wersji pozio- mej. [15]
Rozdział nanocząstek za pomocą elektroforezy planarnej
Elektroforeza planarna to technika rozdzielania na podstawie migracji cząstek, zwykle białek lub kwasów nukleinowych, stosując żel umieszczony w polu elektrycznym.
26
Za pomocą elektroforezy żelowej mogą być rozdzielane również różne rodzaje nanoob- iektów. Rozdział nanokryształów przy pomocy elektroforezy żelowej można opisać na przykładzie nanocząsteczek srebra i złota [19]. Udowodniono, że nanokryształy srebra i złota można rozdzielać w żelu agarozowym po pokryciu ich naładowaną warstwą polime- ru.
Dzięki pokryciu nanokryształów warstwą polimerową, cząsteczki różnią się kształtem i wielkością, co jest podstawą rozdziału elektroforetycznego. W literaturze zostały opisane również przypadki wpływu kształtu nanocząsteczki na szybkość migracji.
Wielkość obiektu zależy od przyłączonego do niego ligandu (wielkości ligandu) oraz od ilości ligandów na powierzchni. Różnice w wynikach elektroforezy planarnej w zależności od rodzaju przyłączonego ligandu przestawia Rysunek 16. [19,20]
Rysunek 16. Elektroforeza żelowa nanoobiektów: poli(glikol etylenowy) (PEG)/Au: cząsteczka PEG z jedną lub dwiema grupami –NH2, przyłączonymi kowalencyjnie do polimeru. (Każdy rysunek jest zaopatrzony w podpis dotyczący masy molowej ligandu). [19]
27
3. Część eksperymentalna
Aparatura 3.1.
Aparat do elektroforezy kapilarnej (Prince Technologies)
W części laboratoryjnej używano aparatu do elektroforezy kapilarnej firmy Prince Tech- nologies, zaopatrzonego w detektor UV-VIS oraz kapilarę ze stopionej krzemionki o średnicy wewnętrznej 75 µm i długości 80 cm. Aparat posiadał autosampler, podawanie próbek i potrzebnych roztworów odbywało się automatycznie. Aparat był obsługiwany z poziomu programu komputerowego DAx 7.0.
Waga analityczna
Wirówka (High Speed Brushless Centrifuge MPW-350R)
Szkło laboratoryjne
Podczas prowadzenia badań używano podstawowego szkła laboratoryjnego, tj. fiolki o różnej pojemności dedykowane specjalnie do aparatu CE, cylindry miarowe, kolby jed- nomiarowe, zlewki, pipety, fiolki o objętości od 1,5 do 5 ml zaopatrzone w zakrętki.
Sprzęt laboratoryjny
Używany był również podstawowy sprzęt laboratoryjny - pipety automatyczne pobierają- ce od 5 µl do 5 ml, płuczka ultradźwiękowa.
28
Odczynniki 3.2.
Nanokryształy CdSe modyfikowane ligandami powierzchniowymi, zdyspergowa- ne w wodzie lub metanolu.
Nanokryształy CdSe zmodyfikowano ligandami, pochodnymi 1,10-fenantroliny i oznaczano w pracy symbolem (N,N). Informacje o pochodnych 1,10-fenantroliny umieszczono w Tabeli 1.
Tabela 1. Pochodne 1,10-fenantroliny zastosowane w pracy.
Nazwa ligandu Symbol ligandu Podstawnik (R) Producent
1,10-fenantrolina phen -H Politechnika Śląska
Zakłady Doświadczalne
batofenantrolina phen(Ph)2 -C6H5 POCH
sulfonian batofe-
nantroliny [phen(Ph-SO3)]2- -C6H4SO3- Sigma – Aldrich
Surfaktanty
- TX-100 (eter p-1,1,3,3-tetrametylobutylofenylowopolietylenoglikolowy) (Fluka),
- SDS (dodecylosiarczan sodu) (POCH),
29
- DOSS (sól sodowa sulfobursztynianu dioktylu) (Fluka),
Tetraboran sodu (Na2B4O7) (Sigma – Aldrich) Pozostałe odczynniki:
- NaOH (POCH), - metanol (POCH), - woda destylowana.
Przygotowanie roztworów próbek 3.2.1.
3.2.1.1. Roztwór elektrolitu – tetraboranu sodu
Odważany w naczynku wagowym, na wadze analitycznej tetraboran sodu (7,6252 g), umieszczano w kolbie jednomiarowej o pojemności 500 cm3. Kolbę jedno- miarową dopełniano do kreski wodą, otrzymując roztwór o stężeniu 40 mmol/dm3. Ko- lejne stężenia (30 mmol/dm3, 20 mmol/dm3, 10 mmol/dm3, 5 mmol/dm3) otrzymywano przez odpowiednie rozcieńczanie roztworu podstawowego wodą.
3.2.1.2. Roztwory próbek
Otrzymane, gotowe nanokryształy CdSe/(N,N) (zdyspergowane w wodzie lub me- tanolu, w zależności czy na ich powierzchni znajduje się (N,N) hydrofilowy, czy (N,N) hydrofobowy), rozcieńczano w proporcjach 1:1 roztworem mieszaniny surfaktantu jono- wego (DOSS lub SDS) oraz niejonowego (TX – 100), w odpowiednich stężeniach (poda- nych w Tabeli 2). Następnie próbkę poddawano odwirowaniu, (7000 rpm, 10 minut) w temperaturze pokojowej w celu usunięcia agregatów. Roztwór znad osadu odpipetowy- wano do fiolek do elektroforezy kapilarnej.
30
3.2.1.3. Roztwory surfaktantów
10% roztwór TX -100 (surfaktant niejonowy)
Na wadze analitycznej odważano 2,5064 g TX – 100 w kolbie o objętości 25 cm3. Dopełniano do kreski wodą, otrzymując roztwór o odpowiednim stężeniu.
Roztwory DOSS (surfaktant jonowy)
Odważano 0,4621 g DOSS w naczynku wagowym. Po przeniesieniu do kolby jednomiarowej o pojemności 25 cm3, kolbę dopełniano roztworem TX – 100 (o stężeniu 10%), otrzymując stężenie DOSS C1=0,1039 mol/dm3 w 10% TX – 100.
Kolejne stężenia C2=0,0519 mol/dm3, C3=0,02595 mol/dm3, uzyskano poprzez rozcieńczanie roztworu podstawowego, za pomocą 10% TX - 100.
Roztwory SDS (surfaktant jonowy)
Roztwory SDS przygotowano według schematu przedstawionego w Tabeli 2.
Tabela 2. Roztwory SDS zastosowane w pracy.
Stężenie SDS
(CSDS)/mol·dm-3 Odważka SDS /g Objętość 10% TX - 100 /cm3
1 0,1 0,0288 1
2 0,3 0,0865 1
3 0,7 0,1590 1
Przygotowane roztwory dyspergowano w płuczce ultradźwiękowej.
31
Modyfikacja nanokryształów CdSe 3.2.2.
Użyte w pracy nanokryształy CdSe uzyskano w laboratorium przez dyplomantkę Panią Kornelię Kardas, w odrębnym projekcie. Etapy modyfikacji nanokryształów CdSe ligandami powierzchniowymi przedstawia Rysunek 17.
Z uzyskanych nanokryształów CdSe/TOP, poprzez wymianę ligandów powierzch- niowych (CdSe/TOP CdSe/Pirydyna CdSe/(N,N)) otrzymywano funkcjonalne nano- kryształy. Etap wymiany ligandów był celem pracy dyplomowej Pani Klaudyny Leniar- skiej.
Rysunek 17. Schemat przedstawiający modyfikacje nanokryształów CdSe ligandami powierzchnio- wymi.
32
Przygotowanie aparatu do elektroforezy kapilarnej 3.2.3.
Przed przystąpieniem do pomiarów odpowiednio przygotowywano aparat, poprzez przemywanie kapilary za pomocą podanych niżej roztworów w kolejności ich użycia:
1) Roztwór NaOH o stężeniu 0,1 mol/dm3, który aktywuje wewnętrzną po- wierzchnię kapilary (15 min.),
2) Woda destylowana (5 min.),
3) Elektrolit – tetraboran sodu (Na2B4O7) w stężeniach od 5 do 40 mmol/dm3 (5 min.).
Między kolejnymi analizami przemywano kapilarę wykorzystując te same roztwo- ry, przy zmienionym czasie przemywania 3 minuty.
Po zakończonej pracy, kapilarę przemywano przez 3 minuty kolejno:
1) Roztworem NaOH, 2) Wodą destylowaną,
3) Ostatecznie kapilarę osuszano powietrzem.
33
Badanie przewodności elektrolitu oraz warstw micelar- 3.3.
nych
Wybór warunków detekcji w warunkach elektroforezy kapi- 3.3.1.
larnej
Rysunek 18.Widmo absorpcji surfaktantu TX – 100 oraz nanokryształów CdSe zdyspergowanych w mieszaninie TX – 100/DOSS
Przedstawione na Rysunku18 widmo absorpcji tłumaczy wybór odpowiedniej dłu- gości fali detektora UV-VIS. Ustalono, że przy długości fali λ=245 nm obserwowane jest minimum sygnału od warstwy micelarnej (TX – 100).
Przy zastosowaniu długości fali λ=330 nm eliminowany jest sygnał pochodzący od warstwy micelarnej (TX – 100), dzięki temu obserwowany jest jedynie sygnał pochodzą- cy od nanokryszałów CdSe.
Dowodem powyższego rozumowania są wyniki elektroforezy kapilarnej zebrane przy λ=245 nm oraz λ=330 nm (Rysunek 19).
34
Rysunek 19. Elektroforogramy układu plug/ nanokryształy CdSe zdyspergowane w DOSS/TX-100 przy a) λ=330 nm, b) λ=245 nm, c) λ=245 nm.
Pierwszym doświadczeniem, było badanie przewodności roztworów elektrolitu oraz roztworów surfaktantów, zastosowanych jako warstwa micelarna, w zależności od ich stężeń. Zasada pomiaru polegała na wypełnieniu kapilary danym medium i obserwacji natężenia prądu przy stałym napięciu.
Pierwszy pomiar został przeprowadzony po wypełnieniu kapilary elektrolitem – te- traboranem sodu (Na2B4O7) o stężeniach od 5 do 40 mmol/dm3. Przykładano stałe napię- cie (15 kV) i obserwowano zmianę natężenia prądu w zależności od stężenia tetraboranu sodu w roztworze. Wyniki przedstawiono w Tabeli 3.
Kolejny pomiar został przeprowadzony dla roztworów zawierających DOSS w 10% roz- tworze TX – 100 (Tabela 4).
35
Tabela 3. Zależność pomiędzy stężeniem i natężeniem prądu dla elektrolitu.
Stężenie Na2B4O7/ mmol/dm3 5 10 20 30 40
Napięcie (U)/kV 14,8 14,8 14,8 14,8 14,8
Natężenie (I)/µA 7,9 15,0 30,3 46,5 57,0
Tabela 4. Zależność pomiędzy stężeniem i natężeniem prądu dla układu DOSS/TX- 100.
Stężenie DOSS/mmol/dm3 0,1039 0,0519 0,02595
Napięcie (U)/kV 14,8 14,8 14,8
Natężenie (I)/µA 33,0 17,4 9,6
Obie te zależności przedstawiono poniżej (Rysunek 20, Rysunek 21)
Rysunek 20. Zależność natężenia prądu od stężenia elektrolitu (Na2B4O7), przy V=15 kV.
.
36
Rysunek 21. Zależność natężenia prądu od stężenia DOSS w układzie DOSS/TX-100 (10%), przy V=15 kV.
Wpływ stosunku przewodności elektrolit/warstwa micelarna na migrację nano- kryształów za pomocą metody warstw.
Rysunek 22 przedstawia schemat badawczy realizowany w obecnej pracy, gdzie elementem kluczowym jest migracja warstwy micelarnej w elektrolicie. Warstwą mice- larną jest mieszanina surfaktantów np. DOSS/TX – 100, zawierająca modyfikowane na- nokryształy.
37
Rysunek 22. Efekt stosunku przewodności na profil pola elektrycznego wzdłuż kapilary w układzie elektrolit/warstwa micelarna.
Pomiary wykonano dla następujących sytuacji: przewodność elektrolitu (BGE) >
przewodności warstwy micelarnej (plug) oraz dla sytuacji odwrotnej.
W każdym przypadku profil pola elektrycznego wzdłuż kapilary jest inny co ilustruje Rysunek 22.
Rysunek 23 przedstawia szczególne przypadki wymienionych wyżej zależności. Anali- zowano migrację CdSe/(N,N) dla następujących przypadków:
przewodność BGE < przewodność plug, przewodność BGE > przewodność plug.
Ustalono, że w pierwszym wymienionym wyżej przypadku zaobserwowano zatężanie nanokryształów na granicy faz - warstwa micelarna/elektrolit. W przypadku odwrotnym, kiedy przewodność BGE > przewodności plug, zaobserwowano, że nanokryształy migru- ją poza warstwę micelarną (Rysunek 23).
38
A – warstwa micelarna B – nanokryształy
Z powyższego doświadczenia wynika, że zależność pomiędzy przewodnością elektrolitu i przewodnością warstwy micelarnej ma wpływ na migrację nanokryształów w metodzie warstw.
Rozdzielanie elektroforetyczne modyfikowanych nano- 3.4.
kryształów CdSe
Migrację nanokryształów CdSe z modyfikowaną powierzchnią analizowano za po- mocą elektroforezy kapilarnej. Podczas analiz zmieniane były pewne parametry, w celu obserwacji zmian migracji pod wpływem warunków rozdziału. Warunki prowadzenia analiz oraz obserwacje zebrano Tabeli 5.
Rysunek 23. Zależność pomiędzy stosunkiem przewodności BGE/plug a migracją zmo- dyfikowanego nanokryształu
a) przewodność BGE > przewodność plug, b) przewodność BGE < przewodność plug.
39
Tabela 5. Warunki prowadzenia analiz i obserwowane efekty. Elektroforogramy*, obserwowane efekty Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na granicy faz BGE/plug Rozmycie pasma NC w warstwie micelarnej Wyodrębnienie NC z warstwy micelarnej Zatężanie NC na granicy faz BGE/plug Wyodrębnienie NC z warstwy micelarnej
Elektoforogram 1 Elektoforogram 2 Elektoforogram 3 Elektoforogram 4 Elektoforogram 5 Elektoforogram 6
Stosunek przewodno- ści plug/BGE plug<BGE Plug>BGE Plug>BGE Plug>BGE plug<BGE Plug>BGE
plug SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 DOSS/TX- 100 DOSS/TX- 100
CBGE/mmol/dm3 5 10 40 5 10 20
Napięcie /kV 20 20
Ligand CdSe/(N,N) phen(Ph)2 [phen(Ph- SO3)]2-
40
Cd. tabeli 5 Elektroforogramy*, obserwowane efekty Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug
Elektoforogram 7 Elektoforogram 8 Elektoforogram 9 Elektoforogram 10 Elektoforogram 11 Elektoforogram 12 Elektoforogram 13
Stosunek przewodności plug/BGE plug<BGE plug<BGE Plug>BGE Plug>BGE plug<BGE plug<BGE Plug>BGE
plug SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 DOSS/TX- 100 DOSS/TX- 100 DOSS/TX- 100
CBGE/mmol/dm3 10 10
Napięcie /kV 5 10 20 30 5 10 20
Ligand CdSe/(N,N) phen(Ph)2 [phen(Ph- SO3)]2
41
Cd. tabeli 5 Elektroforogramy*, obserwowane efekty Zatężanie NC na gra- nicy faz BGE/plug Zatężanie NC na grani- cy faz BGE/plug Zatężanie NC na granicy faz BGE/plug Wyodrębnienie NC z warstwy micelarnej Zatężanie NC na granicy faz BGE/plug Wyodrębnienie NC z warstwy micelarnej
Elektoforogram 14 Elektoforogram 15 Elektoforogram 16 Elektoforogram 17 Elektoforogram 18 Elektoforogram 19
Stosunek przewodno- ści plug/BGE plug<BGE plug>BGE plug>BGE plug<BGE plug>BGE plug>BGE
plug SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100 SDS/TX-100
CBGE/mmol/dm3 5 5
Napięcie /kV 10 20 30 10 20 30
Ligand CdSe/(N,N) phen(Ph)2 [phen(Ph- SO3)]2-
*Elektroforogramy znajdują się w Załączniku 1.
42
Podsumowując Tabelę 5, dla nanokryształów zmodyfikowanych ligandem phen(Ph)2, stosując stałe napięcie, wraz ze wzrostem stężenia elektrolitu zaobserwowano, coraz więcej nanokryształów w warstwie micelarnej. Natomiast dla nanokryształów z ligandem [phen(Ph-SO3)]2-, ze wzrostem stężenia elektrolitu nanokryształy są wyodręb- niane z warstwy micelarnej.
W przypadku zmiany przyłożonego napięcia, przy stałym stężeniu elektrolitu zna- czące zmiany zaobserwowano dla nanokryształów z ligandem [phen(Ph-SO3)]2-. Wraz ze wzrostem przyłożonego napięcia, zaobserwowano, że coraz więcej nanokryształów jest zatężanych na granicy faz warstwa micelarna/elektrolit.
Należy również zauważyć, że istnieje silna zależność pomiędzy stosunkiem prze- wodności plug/BGE, a migracją nanokryształów w warstwie lub poza warstwą micelarną.
Mieszanina nanokryształów z różnymi ligandami (Układ: CdSe/(N,N)1+CdSe/(N,N)2 Analizowano migrację mieszaniny nanokryształów modyfikowanych różnymi ligandami.
Analizowanym układem była mieszanina CdSe/phen(Ph)2 i CdSe/[phen(Ph-SO3)]2-, przy- gotowane według schematu poniżej.
43
Tabela 6. Warunki prowadzenia analiz i obserwowane efekty dla mieszaniny nanokryształów z różnymi ligandami. Efekt (Zatężanie na granicy faz BGE/plug) (Część nanokryształów jest zatężana na granicy faz BGE/plug, druga część jest wyodrębniona z warstwy micelarnej)
Elektroforegramplug SDS/TX-100 SDS/TX-100
CBGE/mmol/dm3 3 5
Napięcie/kV 20
44
Cd. tabeli 6 Efekt ` (Nanokryształy znajdują się w war- stwie micelarnej w postaci rozmyte- go pasma) Migracja nanokryształow do war- stwy micelarnej
Elektroforegramplug SDS/TX-100 SDS/TX-100
CBGE/mmol/dm3 10 20
Napięcie/kV 20
45
Porównując ze sobą wyniki analiz dla mieszaniny nanokryształów z dwoma różny- mi ligandami w przypadku najniższego stężenia elektrolitu, nanokryształy są zatężane na granicy faz warstwa micelarna/roztwór, nie rozróżniono odpowiedzi od poszczególnych nanokryształów.
W przypadku stężenia elektrolitu CNa2B4O7=5 mol/dm3zaobserwowano, że część na- nokryształów jest zatężana na granicy faz warstwa micelarna/elektrolit, część znajduje się poza warstwą micelarną. W tych warunkach zaobserwowano sygnały od nanokryształów z obydwoma ligandami.
Dla większego stężenia elektrolitu sytuacja jest bardziej skomplikowana, na pewno obserwuje się migrację nanokryształów do warstwy micelarnej, jednak otrzymane wyniki nie pozwalają na dokładną analizę zjawiska.
Wnioski 3.5.
W pracy przetestowano technikę elektroforezy kapilarnej do charakteryzacji migra- cji nanokryształów CdSe modyfikowanych ligandami powierzchniowymi, o różnych wła- ściwościach. Na podstawie wyników udało się zaobserwować fakt, iż zmiana warunków rozdzielania wpływa na równowagę podziału modyfikowanych nanokryształów pomię- dzy fazę micelarną i elektrolit.
W zależności od warunków elektroforezy nanokryształy w różny sposób prze- mieszczały się w warstwie micelarnej, w niektórych przypadkach nanokryształy migro- wały również poza warstwę micelarną.
Układ złożony z modyfikowanych nanokryształów oraz mieszaniny surfaktantów (niejonowego i jonowego), okazał się układem niestabilnym. Układ zmieniał się w czasie, analizy prowadzone w tych samych warunkach dawały różne wyniki, jeśli próbka nie została przygotowana tuż przed analizą.
Biorąc pod uwagę powyższe podsumowanie można wysunąć wniosek, że elektrofo- reza kapilarna jest odpowiednią techniką do rozdzielania nanokryształów z modyfikowa- ną powierzchnią. Jednak aby otrzymać wyniki z odpowiednią powtarzalnością należy dobrać odpowiednie warunki rozdzielania, oraz odpowiednie przygotowanie próbek, co biorąc pod uwagę dynamikę układu CdSe/ligand nie jest łatwe.
46
4. Streszczenie
WPROWADZENIE
Celem pracy było zastosowanie elektroforezy kapilarnej do rozdzielania i charakte- ryzacji nanokryształów CdSe modyfikowanych powierzchniowymi ligandami.
Modyfikacje warunków prowadzenia rozdziału elektroforetycznego, takich jak: stężenie elektrolitu, skład warstwy micelarnej, przykładane napięcie oraz obserwacja zmian rów- nowag pomiędzy fazą nanokryształu a warstwę micelarną były narzędziami pracy.
Nanokryształy, inaczej kropki kwantowe (QD), są to półprzewodnikowe kryształy o wymiarze 2 – 8 nm , które posiadają unikatowe właściwości foto i fizykochemiczne, znajdujące szerokie zastosowanie w elektronice, biologii i medycynie. Kropki kwantowe zbudowane są z atomów pierwiastków grupy II i IV, np. CdSe, CdTe, ZnO lub grupy III i V, np. InP, InS.
Ponieważ nanoobiekty są szeroko stosowane w przemyśle i chemii, bardzo ważnym zagadnieniem są badania pozwalające na ich charakteryzację. W niniejszej pracy do ana- lizy migracji nanokryształów CdSe modyfikowanych powierzchniowo ligandami po- chodnych 1,10-fenantroiny, zastosowano elektroforezę kapilarną z detektorem UV-VIS.
Rozdzielanie prowadzono w kapilarze krzemionkowej o długości 80 cm i średnicy we- wnętrznej 75 µm, stosując elektrolit – tetraboran sodu w stężeniach od 5 do 40 mmol/dm3.
Nanokryształy z modyfikowaną powierzchnią dyspergowano w mieszaninie surfak- tantów. Mieszanina ta składała się z surfaktantu niejonowego Triton X-100 (TX-100) i jonowego – sulfobursztynian dioktylu (DOSS) lub dodecylosiarczan sodu (SDS).
WYNIKI I DYSKUSJA
Mieszanina surfaktantów tworzyła w kapilarze warstwę micelarną. Warstwa ta, ze względu na inną przewodność niż elektrolit, wpływała na rozkład pola elektrycznego wzdłuż kapilary. Nanokryształy modyfikowane ligandami powierzchniowymi, ze wzglę- du na rozkład ładunków i rozmiar posiadały właściwości micelarne, tworząc pewien
47
układ pseudomicelarny, przypominający charakterem oddziaływań układ micelarny regu- larny.
Do kapilary wraz z próbką wprowadzano mieszaninę surfaktantów, tworzącą war- stwę micelarną. Pod wpływem przyłożonego napięcia nanokryształy, które są obdarzone ładunkiem migrują, przemieszczając się w warstwie micelarnej. Zmieniając warunki roz- dzielania, sprawdzano, jaki ma to wpływ na migrację nanokryształów oraz na równowagę pomiędzy fazą micelarną i elektrolitem.
WNIOSKI
W pracy przetestowano technikę elektroforezy kapilarnej do charakteryzacji migra- cji nanokryształów CdSe modyfikowanych ligandami powierzchniowymi, o różnych wła- ściwościach. Na podstawie wyników udało się zaobserwować fakt, iż zmiana warunków rozdzielania wpływa na równowagę podziału modyfikowanych nanokryształów pomię- dzy fazę micelarną i elektrolit.
W zależności od warunków elektroforezy nanokryształy w różny sposób prze- mieszczały się w warstwie micelarnej, w niektórych przypadkach nanokryształy migro- wały również poza warstwę micelarną.
Układ złożony z modyfikowanych nanokryształów oraz mieszaniny surfaktantów (niejonowego i jonowego), okazał się układem niestabilnym. Układ zmieniał się w czasie, analizy prowadzone w tych samych warunkach dawały różne wyniki, jeśli próbka nie została przygotowana tuż przed analizą.
Biorąc pod uwagę powyższe podsumowanie można wysunąć wniosek, że elektrofo- reza kapilarna jest odpowiednią techniką do rozdzielania nanokryształów z modyfikowa- ną powierzchnią. Jednak aby otrzymać wyniki z odpowiednią powtarzalnością należy dobrać odpowiednie warunki rozdzielania, oraz odpowiednie przygotowanie próbek, co biorąc pod uwagę dynamikę układu CdSe/ligand nie jest łatwe.
48
5. Literatura
[1] V. Biju, T. Itoh, M. IShikawa, Chem. Soc. Rev., 2010, 39, 3031-3056.
[2] P. Zrazhevskiy, M. Sena, X. Gao, Chem. Soc. Rev., 2010, 39, 4326-4354.
[3] M. F. Frasco, N. Chaniotakis, Anal. Bioanal. Chem., 2010, 369, 229-240 [4] X. He, K. Wang, Z. Cheng, John Wiley & Sons, Inc., 2010, 2, 329-366.
[5] R. A. Sperling, W. J. Parak, The Royal Society, 2011, 1333-1383
[6] C. B. Murray, D. J. Norris, M. G. Brewendi, J. Am. Chem. Soc., 1993, 115, 8706- 8715.
[7] S.-H. Yeom, B.-H. Kang, K.-J. Kim, S.-W. Kang, Frontiers in Bioscience, 2011, 16, 997-1023.
[8] P. W. Atkins, Podstawy chemii fizycznej, PWN 1999.
[9] M. P. Pileni, Nature materials, 2003, 2, 145-150.
[10] C. L. Wilson, Comprehensive analytical chemistry, Elsevier, 2002, 5-1107.
[11] S. Oszwałdowski, K. Zawistowska, L. K. Grigspy, K. P. Roberts, Cent. Eur. J.
Chem., 2010, 8, 806-819.
[12] P. K. Simms, Chem. Anal., 2004, 169, 175-208.
[13] P. G. Muijselaar, K. Otsuka, S. Terabe, Journal of Chromatography A, 1997, 780, 41-60.
[14] E. Poboży, Analityka, 2001, 2.
[15] M. Balcerzak, I. Głuch, Chemia analityczna – ćwiczenia laboratoryjne, Oficyna Wy- dawnicza Politechniki Warszawskiej, 2007.
[16] P. D. Grossman, D. S. Soane, Anal. Chem, 1990, 62, 1592-1596.
[17] N. Surugau, P. L. Urban, J. Sep. Sci., 2009, 32, 1889 – 1906.
[18] S. Oszwałdowski, K. Zawistowska-Gibuła, K. P. Roberts, Anal. Bioanal. Chem., 2011, 399, 2831–2842.
[19] A. Sperling, T. Pellegrino, J. K. Li, W. H. Chang, W. J. Parak, Adv. Funct. Mater., 2006, 16, 943–948.
[20] K. E. Sapsford, K. M. Tyner, B. J. Dair, J. R. Deschamps, I. L. Medintz, Anal.
Chem., 2011, 83, 4453–4488.
49
6. Załącznik 1
Elektroforogram 1
Elektroforogram 2
Elektroforogram 3
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07
0 200 400 600 800 1000
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,014 0,016
0 200 400 600 800 1000
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01
0 200 400 600 800 1000 1200
czas/s
50
Elektroforogram 4
Elektoroforogram 5
Elektroforogram 6
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012
0 200 400 600 800 1000
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08
0 200 400 600 800 1000
czas/
51
Elektroforogram 7
Elektroforogram 8
Elektroforogram 9
-0,005 0 0,005 0,01 0,015 0,02 0,025
0 500 1000 1500 2000 2500
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012
0 500 1000 1500 2000
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,014 0,016
0 200 400 600 800 1000
czas/s
52
Elektroforogram 10
Elektroforogram 11
Elektroforogram 12
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012
0 200 400 600 800 1000
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01
0 500 1000 1500
czas/s
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06
0 500 1000 1500
czas/s
53
Elektroforogram 13
Elektroforogram 14
Elektroforogram 15
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05
0 100 200 300 400 500 600
czas/s
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07
0 200 400 600 800 1000 1200 1400
czas/s
-0,01 0 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07
0 200 400 600 800 1000
czas/s
54
Elektroforegram 16
Elektroforegram 17
Elektroforegram 18
-0,005 0 0,005 0,01 0,015 0,02 0,025 0,03
0 200 400 600 800 1000
czas/s
-0,005 0 0,005 0,01 0,015 0,02
0 500 1000 1500
czas/s
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012
0 200 400 600 800 1000
czas/s
55
Elektroforegram 17
-0,004 -0,002 0 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,014
0 100 200 300 400 500
czas/s
