Praca poglądowa/Review
Zastosowanie cytometrii przepływowej oraz analizy proteomicznej w ocenie erytrocytarnych bia łek b łonowych podczas przechowywania koncentratów krwinek czerwonych
The use of flow cytometry and proteomic analysis in the evaluation of erythrocyte membrane proteins during storage of red blood cell concentrates
Jadwiga Fabija ńska-Mitek *, Katarzyna Gmerek, Adrianna Łoniewska-Lwowska
ZakładImmunohematologii,CentrumMedyczneKształceniaPodyplomowego, Kierownik:dr hab.n.med.Jadwiga Fabijańska-Mitek,Warszawa,Polska
informacje o artykule
Historiaartykułu:
Otrzymano:31.05.2013 Zaakceptowano:02.07.2013 Dostępneonline:19.07.2013
Słowakluczowe:
koncentratkrwinekczerwonych
ubogoleukocytarnykoncentrat krwinekczerwonych
cytometriaprzepływowa
proteomika
spektrometriamas
Keywords:
Redbloodcellconcentrates
Leucodepletedredbloodcells
Flowcytometry
Proteomics
Massspectrometry
abstract
Forover100yearstheerythrocytecellmembraneattractedinterestoftransfusiologists mainly due to the antigens localized on their surface and associated risks of patient alloimmunisation and therefore the need ofserological selection of donor's and reci- pient'sblood.PresentlyitisknownthatRBCantigensandothermembraneproteinsplay importanttransportandprotectivefunctions,andareinvolvedinadhesion,maintenance ofcellshapeandintheprocessofagingandphagocytosis.Sincetheavailableresultsof retrospectiveclinical observationssuggest an adverseeffectoftransfusion onselected groups of patients, it is important to undertake studies on the changes taking place withinthecellmembraneoferythrocytesstoredinbloodbanks.Flowcytometricanalysis ofstoredleucodepletedornon-leucodepletederythrocyteconcentrates,revealedsignifi- cant changes in the levelof expressionof many RBCsurface molecules: CD44, CD47, CD55, CD58, CD59, CD235a (GPA). In parallel, a significant development of proteomic analysisofstoredRBCsisobserved.StoredRBCsofferlessvariabilityofbiologicalmate- rial, caused by drugs, illnesses, etc. when compared with clinical proteomics studies;
however, thecomplexityof themethodology andthelack ofuniformand comparable proceduresmaycausemisinterpretationandevencreateartifacts.Still,modernresearch methodsofferhopefortheelaborationofagingbiomarkersofstoredRBCsaswellasfor raisingtheleveloftransfusionmedicinequality.
©2013PolskieTowarzystwoHematologówiTransfuzjologów,InstytutHematologii iTransfuzjologii.PublishedbyElsevierUrban&PartnerSp.zo.o.Allrightsreserved.
*Adresdokorespondencji:CMKP,ZakładImmunohematologii,ul.Marymoncka99/103,01-813Warszawa,Polska.
Adresemail:immunohematologia@cmkp.edu.pl(J.Fabijańska-Mitek).
ContentslistsavailableatSciVerseScienceDirect
Acta Haematologica Polonica
journalhomepage:www.elsevier.com/locate/achaem
0001-5814/$–seefrontmatter©2013PolskieTowarzystwoHematologówiTransfuzjologów,InstytutHematologiiiTransfuzjologii.PublishedbyElsevierUrban&PartnerSp.zo.o.Allrightsreserved.
http://dx.doi.org/10.1016/j.achaem.2013.07.017
Przechowywanie koncentratów krwinekczerwonych (KKCz) wbankachkrwipodlegaściśleokreślonymrygoromgwaran- tującym największą skuteczność i bezpieczeństwo trans- fuzji. Procedury preparatyki, stosowane pojemniki, płyny konserwująceiwzbogacającesąwróżnychkrajachpodobne imaksymalnyterminważnościtegoskładnikakrwiwynosi 42dni.ZgodniezwymogamiFDA(FoodandDrugAdministra- tion), po 24 godzinach od przetoczenia 75% krwinek w końcowym okresie przechowywania musi być obecnych w krążeniu biorcy [1]. Tak określoną jakość sprawdza się, podając ochotnikom autologiczne KKCz znakowane radio- aktywnie lub allogeniczne KKCz różniące się wybranym antygenem.Wdrugimprzypadkudobrymnarzędziemoceny jest cytometr przepływowy umożliwiający wykrycie małej populacjikrwinekczerwonychdawcywpróbce krwibiorcy.
Kontrole jakości pokazują, że odzysk przechowywanych erytrocytóww ubogoleukocytarnychkoncentratach krwinek czerwonych (UKKCz)zazwyczajwynosiok. 84%. Jednocześ- nie stwierdzano indywidualne różnice między wolontariu- szamiwpływającenaotrzymywanewyniki.
Od wielu lat znane i cytowane są opinie o zmianach biochemicznych zachodzącychw przechowywanycherytro- cytach.Polegająonenaspadku stężenia2,3DPGiATP,czyli wysokoenergetycznych metabolitów, które wpływają na powinowactwohemoglobiny dotlenuoraz na elastyczność krwinekczerwonych[2].Dodatkowosugerujesięupośledze- nietransportutlenkuazotu,odpowiedzialnegozarozszerza- nie naczyń włosowatych w niedotlenionych tkankach.
Znanesązaburzeniaelektrolitowe,wtym,,ucieczka’’jonów potasu z wnętrza komórek na zewnątrz. Zmiany te mają w znacznym stopniu wracać do normy, gdy krwinki czer- woneznajdąsięwnaturalnymśrodowiskukrwibiorcy.
Badania na zwierzętach wykazały, że pozanaczyniowe niszczeniestarychkrwinekdostarczadużejilościniezwiąza- negoztransferynążelazadoukładusiateczkowo-śródbłonko- wego,cowzbudzawytwarzaniecytokinimożeprowadzićdo uogólnionego procesu zapalnego [3]. Cytokiny mogą też pochodzić z nieusuniętych leukocytów, a płytki krwi po rozpadzie dostarczająprokoagulacyjnych ziarnistości. Warto zwrócić uwagę,że przetaczając4 jednostki ,,starego’’ KKCz, zktórych25%możehemolizować,dopuszczasięmożliwość całkowitego rozpadu jednej jednostki krwinek czerwonych.
Obecność uwalnianego żelaza indukuje wzrost bakterii i może sprzyjać ryzyku zakażeń w przypadku stosowania długoprzechowywanych KKCz[4].Zakażenia zimnolubnymi bakteriamiSerratiamarcesans,Yersiniaenterocolitica,Aeromonas sp.sąrzadkie,alegdybakteriedzieląsiętylkoraznadzień,to po 27 dniach z jednej bakterii powstaje 108 organizmów ichociażtylkojednana2000jednostekKKCzzawierabakterie zeskórylubkrwidawcy,ajednana5000000jednostekKKCz daje objawy zakażenia u chorego, to powikłanie takie jest niebezpieczne, a jegoryzyko wzrasta z wydłużaniem czasu przechowywania.
Jeżeli istnieje potencjalnie większe ryzyko powikłań po przetoczeniu krwinek,,starych’’niż,,świeżych’’,topowstaje pytanie:czyczasprzechowywaniaKKCzpowinnosięskrócić?
Jeśliodpowiedźbędziebrzmieć,,tak’’,toograniczysięzmiany reologiczne i spadek zdolności do utlenowania tkanek, zmniejszy się ilość uwalnianych cząsteczek bioaktywnych orazograniczymożliwośćzakażenia.Jednakodpowiedź,,nie’’
wydaje siękoniecznością.Wwiększościbankówkrwiwyko- rzystujesię99%jednostekKKCzwterminiedo42dni,ado21 dnitylko30%[5]. Strata2/3donacji,przy nieudowodnionym znaczeniu zmian w KKCz i jednoczesnych zdolnościach naprawczych organizmu biorcy, uniemożliwiłaby dostęp do odpowiednich dla ratowania życia objętości krwi. W tej sytuacji warto rozważyć szczególne podejście do transfuzji krwiupewnychgrupdorosłychchorychiewentualnedosto- sować dla nichprzepisy, podobnie jak w praktyce leczenia krwiąpłodów,noworodkówiniemowląt.
W spoczynku większość tkanek pobiera 25–35% dostęp- negotlenu, aleserce,nerkiimózg55–70%[5]. Chorzyklinik neurologicznych, nefrologicznych i kardiologicznych są potencjalnie bardziej narażeni na skutki niedokrwistości i hemolizy.Pacjenci z chorobą niedokrwiennąserca, w tym z ostrymi zespołami wieńcowymi, byli dotychczas częstym obiektemklinicznychbadańretrospektywnych.Opróczniedo- tlenienia,groźnewskutkachsądlanichzaburzeniakrzepnię- cia związane z aktywacją dopełniacza, uwalnianiem ziarni- stości płytek krwi i cytokin zapalnych oraz nadmiar jonów potasu bezpośrednio wpływających na czynność mięśnia sercowego. Wyniki badań wykazały większą śmiertelność idłuższąhospitalizacjępacjentówleczonychkrwiąniżniele- czonych, w tym głównie chorych, którym przetaczano ,,stare’’, niepozbawione leukocytów KKCz, w stosunku do chorych leczonych ,,świeżymi’’ jednostkami filtrowanymi, czyliubogoleukocytarnymi[6–12].Częstoodnotowywanonie- wydolnośćnerek,zakażenia,w tymsepsę,oraznieimmuno- logiczną ostrą poprzetoczeniową niewydolność oddechową (transfusion related acute lung injury; TRALI), np. z powodu uwalnianialipidów aktywującychneutrofile.Międzyinnymi, kliniczne badania kanadyjskie z 2010 roku objęły 32580 chorych z ostrym zespołemwieńcowymi wykazały, że 909 (2,8%) z nichotrzymałoco najmniejjednąjednostkęUKKCz (1–21) w ciągu 10 dni po zabiegu [13]. Oceniano przeżycie w ciągu 30 dni i statystycznie wykazano, że transfuzja przechowywanych KKCz była dodatkowym czynnikiem ryzykadlatychchorych.Innebadaniadotyczyły4933pacjen- tów, którzy otrzymali w sumie 21435 jednostek UKKCz, najczęściej3,średnioprzechowywaneprzez17dni.Ponieważ 535pacjentówzmarło,ocenionozależnośćczasuprzechowy- wania KKCzi śmierci w szpitalu [12]. Statystycznie istotnie większaśmiertelnośćzależałaodobjętościprzetoczonejkrwi oraz od czasu przechowywania głównie powyżej 28 dni.
Uznano,żenależyrozważyć zasadność dalszegostosowania KKCz w końcowym okresie ważności u pacjentów z cho- robamiukładusercowo-naczyniowego,gdyżskutektransfuzji możebyćodwrotnyodzamierzonego.Podkoniec2011 roku przeprowadzono analizę 103 publikacji dotyczących nieko- rzystnych skutków transfuzji i stwierdzono, że ciągle brak jednoznacznej opiniina tentemat i tym samymkonieczna jestwspółpracamiędzynarodowazzaprojektowaniembadań prospektywnych uwzględniających ocenę chorych oraz pre- paratykękrwi,roztwory,plastyfikatoryitp.[5].
Z drugiejstrony,dostępność nowych metodlaboratoryj- nych skłania do badań nad przechowywanymi krwinkami czerwonymi.Od 100latbłonakomórkowaerytrocytuwzbu- dzazainteresowanietransfuzjologówzewzględunazlokali- zowane na jej powierzchni antygeny, związane z nimi ryzyko alloimmunizacji oraz konieczność serologicznego
doboru dawcy i biorcy krwi. Obecnie wiadomo, że nośniki antygenówgrupowychsąbiałkamistanowiącymiintegralną część błony komórkowej i pełnią rolę transporterów oraz kanałów (układy:Rh,RhAG, Diego),cząsteczekadhezyjnych ireceptorów(układy:LW,Lutheran,Indian,Duffy,MNS)isą inhibitorami układu dopełniacza (układy: Dombrock, Cro- mer)[13].Częśćtychstrukturtworzymakrokompleks odpo- wiedzialny zanajważniejsze funkcjeżyciowe krwinekczer- wonych, związane z wymianą gazową oraz za utrzymanie kształtu, poprzez oddziaływanie z białkami cytoszkieletu, a także za czas przeżycia zależny od zmian w błonie komórkowej [14]. Metody serologiczne wykazały pewne zmiany w ekspresji antygenów grupowych oraz tworzenie neoantygenów starzenia [15, 16]. Dostępność przeciwciał monoklonalnych skierowanych do innych cząsteczek powierzchniowych orazmożliwośćich ocenyczułą, swoistą i obiektywną metodą cytometrii przepływowej skłoniła nie- którychautorów, wtym nas,dopodjęciabadańnadkrwin- kamiczerwonymiprzeznaczonymidotransfuzji. Dotychczas najwięcejpublikacjipoświęconocząsteczceCD47,transbłono- wej glikoproteinie o własnościach adhezyjnych. Przypisuje się jej znaczenie ochronne przed niszczeniem własnych
komórek [17–20]. Wiązanie CD47 z SIRPa (signal regulatory protein) namakrofagachdaje sygnałhamującyerytrofagocy- tozę. Opisano spadek ekspresji CD47 o 30% na krwinkach ,,starych’’wstosunkudo,,młodych’’,stwierdzonokrótkiczas przeżyciaprzetoczonycherytrocytówCD47nullorazwystąpie- nie niedokrwistości autoimmunohemolitycznej (NAIH) u takich osobników. Badania te prowadzono na modelach mysichimożnamiećwątpliwości,czytesamemechanizmy występująuludzi.DotychczasniestwierdzonospadkuCD47 oraz cząsteczek CD35 i CD59 u chorych na NAIH [21]. Nie obserwowano zwiększonego oddziaływania krwinek Rhnull
z monocytami krwi obwodowej mimo skróconego czasu przeżyciaiobniżonejekspresjiCD47[22].
Wybrane przez nas do badań cząsteczki i ich funkcje przedstawiono w tabeli I. Zmiany ich ekspresji mogłyby mieć związek z opisywanymi i wyżej przedstawionymi niekorzystnymi skutkamiprzetaczania długoprzechowywa- nych KKCz. Dotychczas przeprowadzono analizy staty- styczne uzyskanych wyników średniego nasilenia fluores- cencji dla każdej cząsteczki oraz liczby znakujących się komórek w KKCz ,,świeżych’’ (2–3 dni od pobrania) i ,,starych’’ (42 dni), przechowywanychz leukocytami oraz ubogoleukocytarnych.Uzyskanewynikiwykazały,żeekspre- sja większości cząsteczek uległa istotnym statystycznie zmianom podczas przechowywania (dane niepublikowane).
Rycina 1przedstawia te zmiany naprzykładzie cząsteczek CD47 i CD55. Największe różnice przy p<0,0001 odnoto- wano dla CD47 między ,,świeżymi’’ UKKCz (grupa II) i,,starymi’’KKCz,(grupaIII),alewprzypadkucząsteczkiCD55 wpływnawzrostjejekspresjimiałatylkoobecnośćleukocy- tów,niezależnieodczasuprzechowywania(grupyIiIIvsIII iIV).Wzrostowiśredniejekspresjinie zawszetowarzyszyła większaliczbasilniewyznakowanycherytrocytów–wprzy- padkuCD47najwięcejbyłoichw,,świeżych’’UKKCz.Zależ- nie od czasu i sposobu przechowywania obserwowano też TabelaI–BadanecząsteczkiCDiichgłównefunkcje
TableI–TestedCDmoleculesandtheirmainfunctions
CD44 adhezja
CD47 udziałwmakrokopmleksieRh,
adhezja,ochronaprzedfagocytozą
CD55 inhibitordopełniacza(DAF;Decay
AcceleratingFactor)
CD58 adhezja
CD59 inhibitordopełniacza(MIRLI;Mem- braneInhibitorofReactiveLysisI) CD235a(GPA) udziałwstarzeniusięerytrocytów,
inhibitordopełniaczaMIRLII
7.5 88.5 9
I II III IV
Intensywność fluorescencji CD 47 ln Q4 GeoMean
400500600700800
I II III IV
Intensywność fluorescencjiCD55 Q4 GeoMean
Ryc.1–PorównanieekspresjicząsteczekCD47iCD55nakrwinkachczerwonychwUKKCz,,starych’’(I),UKKCz,,świeżych’’
(II),KKCz,,starych,,(III)iKKCz,,świeżych’’(IV)(własnewyniki)
Fig.1–ComparisonofCD47andCD55expressiononRBCsinleucodepleted‘‘old’’(I)and‘‘fresh’’(II),non-leucodepleted‘‘old’’(III)and
‘‘fresh’’(IV)units(ownresults)
różne i zmieniające się subpopulacje krwinek czerwonych.
Pozakończeniubadańwdodatkowychpunktachczasowych ichwynikibędąprzedstawionewpublikacjioryginalnej.
Dotychczasowe obserwacje własne oraz doniesienia in- nych autorów wykazały, że zasadne jest poszukiwanie zmian w obrębie błon komórkowych krwinek czerwonych podczas ich przechowywania w bankach krwi. Dalszym krokiem może być szczegółowe ich zdefiniowanie poprzez analizęproteomiczną.
Termin proteomika wprowadzono w połowie lat 90. dla określenia kompleksowego procesupoznawania wszystkich białek w liniach komórkowych, tkankach, płynach ustrojo- wychlubcałychorganizmach.Celemproteomikijestanaliza icharakterystykaproteomu,aniejegopojedynczych skład- ników, co łącznie z genomiką, metabolomiką i innymi ,,-omikami’’możeprzyczynićsiędozrozumieniafunkcjono- wania organizmów. Oprócz proteomicznych badań podsta- wowychrozwijasięproteomikakliniczna,którejcelem jest poszukiwanieróżnicw proteomieosóbzdrowych ichorych oraz wskazanie biomarkerów konkretnych chorób. Często stosowanym narzędziem do badań proteomicznych jest spektrometriamas(MS),zapomocąktórejprzeprowadzasię analizę złożonych mieszanin białkowych oraz identyfikację i ocenę ilości poszczególnych jej składników. W drodze enzymatycznego trawienia uzyskuje się peptydy, poddaje się je jonizacji, rozdzieleniu w polu magnetycznym lub elektrycznymioceniazapomocąpomiaruparametru,który wyraża stosunek masypeptydu do jego ładunku.Wartości uzyskane w postaci tzw.widm masowych są analizowane za pomocą oprogramowania wykorzystującego specjali- stycznealgorytmyiprowadządoidentyfikacjibiałekzawar- tychw próbce. Współczesne spektrometry masowe zbudo- wane są z trzech części: jonizatora, analizatora masy i detektora, połączonych z urządzeniem (np. HPLC; High Pressure Liquid Chromatography, wysokociśnieniowa chroma- tografiacieczowa)dowstępnegofrakcjonowaniaanalizowa- nej próby. W zależności od budowy i zasady działania istniejąróżnetechnikifrakcjonowania,jonizacji oraz anali- zowaniamas. Obecnienajczęściejstosujesiędwie techniki jonizacji: tzw. MALDI czyli desorpcja laserowa z udziałem matrycy (Matrix assisted laser desorption/ionization) oraz ESI (electrosprayionization)–elektrorozpylanie.
Pierwsze wynikianaliz proteomicznych,dotyczące krwi- nek czerwonych z zastosowaniem technik MS, opubliko- wano w 2002 roku. Low i wsp. skupili uwagę na analizie proteomu błonerytrocytarnych i zidentyfikowali 102białka [23]. W ciągu kolejnych lat identyfikowano dalsze białka erytrocytarne,a ichliczbarosła w szybkimtempie(Ryc.2).
Do tej pory za pomocą MS zidentyfikowano 1578 białek cytozolowych [24] oraz 314 białek błonowych erytrocytów [25].Postęposiągniętogłówniedziękizastosowaniuróżnych metod jonizacji oraz różnych analizatorów mas, a także dzięki wykorzystaniuwyrafinowanychmetodredukcjiilości białek(np.stosowanietzw.bibliotekligandowych)stanowią- cych główny składnik proteomu i utrudniających analizę pozostałychbiałek.
Wostatnichlatachzaczętowykorzystywaćmetodyanali- zyproteomicznej wcelu badaniazmianproteomówzacho- dzących w erytrocytach przechowywanych w warunkach bankówkrwi.Koncentrowanosięnazmianachjakościowych
i ilościowychbiałek budującychbłonę komórkowąicytosz- kielelet, na procesach degradacyjnych prowadzących do uwalnianiabiałekerytrocytarnychdośrodowiska zewnętrz- nego oraz powstawania mikropęcherzyków. Anniss i wsp.
przeprowadzili analizę proteomiczną białek obecnych wroztworachpochodzącychzjednostekKKCziUKKCz[26].
Autorzy podkreślili udział leukocytów i płytek krwi wdegradacjierytrocytówiuwalnianiubiałek.D'Amiciiwsp.
analizowalizmianyoksydacyjneiproteolitycznewprzecho- wywanych jednostkach krwi [27]. Przy wykorzystaniu metody jonizacji w postaci elektrorozpylania analizowano białkapochodzącezerytrocytówprzechowywanychzleuko- cytami, które stanowią źródło enzymów proteolitycznych, wwarunkachtlenowychlubbeztlenowychorazwobecności inhibitorówbiałkowych.Stwierdzono,żezmianyzachodzące w obrębie białek cytoszkieletu były związane w większym stopniuzprocesemichutlenianianiżzproteolizą.
Fizjologiczne zjawisko uwalniania mikropęcherzyków w trakciezmianzachodzącychwstarzejących sięerytrocy- tach in vivo skłoniło naukowców do analizy proteomicznej roztworów obecnych w przechowywanych jednostkach KKCz i ocenyskładubiałkowego uwolnionych mikropęche- rzyków.Rubiniwsp.zaobserwowaliistotnywzrostpowsta- waniamikropęcherzyków(MP)wrazzdługościąprzechowy- wania krwi, a analiza proteomiczna wykazała obecność znaczącejilościstomatyny,fosfatydyloseryny,atakżeanty- genówgrupowychzukładuRh[28]. Grupakierowanaprzez Zolla skoncentrowała uwagę na zmianach ilościowych i jakościowych białek błon przechowywanych erytrocytów, w zależności od obecności lub braku tlenu. Wśród frakcji błonowejwykrytobiałkacytoplazmatyczne,np.globinyoraz katalazy, iperoksyredoksyny 2(PRX-2),czylienzymyodpo- wiedzialne za obronę komórki przed atakiem wolnych rodników. Wykazano przyrost ilości wyżej wspomnianych białek cytozolowych w trakcie przechowywania krwi w warunkach tlenowych w przeciwieństwie do warunków beztlenowych.Napodstawieuzyskanychwynikówzapropo- nowano PRX-2 jako biomarker oksydacyjnego uszkodzenia błonerytrocytówwtrakcieichstarzeniasię[29].
Ryc.2–Postępwanalizieproteomukrwinekczerwonych Fig.2–Progressintheanalysisoftheredbloodcellsproteome
Mimo że badaniakrwinek czerwonych dla celów trans- fuzjologicznych wydają się mniej obciążone zmiennością materiału biologicznego w stosunku doinnych badań pro- teomikiklinicznej (wpływ leków, przebyte choroby itp.), to złożoność procesu laboratoryjnego oraz brak jednolitych, porównywalnych procedur może być przyczyną nieprawid- łowych interpretacji i tworzenia artefaktów [30]. Zanim zastosujesięMSiuzyskabioinformatyczny wynikbadania, niezwykleważnyjestetapprzygotowaniapróbekmateriału.
W przypadku proteomu błon erytrocytów jest to izolacja białek. Nasze dotychczasowe doświadczenia wskazują, że dla krwinek czerwonych przechowywanych jako jednostki KKCzlubUKKCztrzebaopracowaćwłasneproceduryizolacji ich od retykulocytów oraz izolacji białek, gdyż nie można wzorować się na metodach autorów badających proces starzenia się krwinek in vivo, czyli izolujących frakcje erytrocytów ze świeżo pobranych próbek krwi. Ten etap wydajesiękluczowydlaanalizyproteomicznejiposzukiwa- nia biomarkerów jakości krwinek czerwonych przeznaczo- nychdotransfuzji.
Wkład autorów/Authors' contributions
Wedługkolejności.
Konflikt interesu/Conflict of interest
Niewystępuje.
Finansowanie/Financial support
Niewystępuje.
Etyka/Ethics
Treści przedstawione w artykule są zgodne z zasadami DeklaracjiHelsińskiej,dyrektywamiEUorazujednoliconymi wymaganiamidlaczasopismbiomedycznych.
pi smiennictwo/references
[1] RobackJD,CombsJR,GrossmanBJ,HillyerChD.
TechnicalMannual–16-thedition.Bethesda,USA:AABB;
2008.
[2] ZimrinAB,HessJR.Currentissuesrelatingtothe transfusionofstoredredbloodcells.VoxSang2009;96:
93–103.
[3] D'almeidaMS,JaggerJ,DugganM,etal.Acomparisonof biochemicalandfunctionalalterationsofratandhuman erythrocytesstoredinCPDA-1for29days:implications foranimalmodelsoftransfusion.TransfusMed 2001;10:291–303.
[4] HodEA,ZhangN,SokolSA,etal.Transfusionofredblood cellsafterprolongedstorageproducesharmfuleffectsthat aremediatedbyironandinflammation.Blood
2010;115:4284–4292.
[5] vandeWateringL.Redcellstorageandprognosis.VoxSang 2011;100:36–45.
[6] HoJ,SibbaldWJ,Chin-YeeIH.Effectsofstorageonefficacy ofredcelltransfusion:whenisitnotsafe?(scientific reviews)CritCareMed2003;31:S686–S697.
[7] RaoSV,JollisJG,HarringtonRA,etal.Relationship ofbloodtransfusionandclinicaloutcomesinpatients withacutecoronarysyndromes.JAMA2004;292:
1555–1562.
[8] SinglaI,ZahidM,GoodCB,etal.Impactofblood transfusionsinpatientspresentingwithanemiaand suspectedacutecoronarysyndrome.AmJCardiol 2007;99:1119–1121.
[9] WeinbergJA,McGwinJrG,GriffinLG,etal.Ageof transfusedblood:anindependentpredictorofmortality despiteuniversalleukoreduction.JTrauma2008;65:
279–284.
[10] YangX,AlexanderKP,ChenAY,etal.Theimplicationsin bloodtransfusionforpatientswithnon-ST-segment elevationacutecoronarysyndromes.Resultsfromthe CRUSADENationalQualityImprovementInitiative.JAm ColCardiol2005;46:1490–1495.
[11] RobinsonSD,JansenCh,FretzEB,etal.Redcellstorage durationandmortalityinpatientsundergoing
percutaneouscoronaryintervention.AmHeartJ 2010;159:876–881.
[12] EikelboomJW,CookRJ,LiuYoung,HeddleNM.Durationof redcellstoragebeforetransfusionandin-hospital mortality.AmHeartJ2010;159:737–743.
[13] DanielsG.Structureandfunctionofredcellsurface antigens.SciSeries2006;1:3–8.
[14] EndewardV,CartronJ-P,RipocheP,GrosG.RhAGproteinof therhesuscomplexisaCO2channelinthehumanredcell membrane.FASEBJ2008;22:64–73.
[15] GarrattyG.TheJamesBlundellAwardLecture2007:Dowe reallyunderstandimmuneredcelldestruction?
TransfusionMed2008;18:321–334.
[16] GmerekK,Fabijańska-MitekJ,Łoniewska-LwowskaA.
Impactofredbloodcellstorageunderthebloodbank conditionsontheirreactivitywithautoantibodies.CEJI 2012;37:243–246.
[17] SparrowRL,VealeMF,HealeyG,PayneKA.Redbloodcell (RBC)ageatcollectionandstorageinfluencesRBC membrane-associatedcarbohydratesandlectinbinding.
Transfusion2007;47:966–968.
[18] JaiswalS,JamiesionCHM,PangWW,etal.CD47is upregulatedoncirculatinghematopoieticstem cellsandleukemiatoavoidphagocytosis.Cell2009;138:
271–285.
[19] Sekigami-T,KanekoY,SaitoY,etal.Enhanced
phagocytosisofCD47-deficientredbloodcellsbysplenic macrophagesrequiresSHPS-1.BiochemBiophysResCom 2006;343:1197–1200.
[20] OldenborgP-A,ZheleznyakA,FangY-F,etal.RoleofCD47 asamarkerofselfonredbloodcells.Science
2000;288:2051–2054.
[21] BarrosMMO,YamamotoM,FigueiredoMS,etal.Expression levelsofCD47,CD35,CD55,andCD59onredbloodcellsand signal-regulatoryprotein-a,bonmonocytesfrompatients withwarmautoimmunehemolyticanemia.Transfusion 2009;49:154–160.
[22] ArndtPA,GarrattyG.Rhnullredbloodcellswith reducedCD47donotshowincreasedinteractionswith peripheralbloodmonocytes.BritJHematol2004;125:
412–414.
[23] LowTY,SeowTK,ChungMCM.Separationofhuman erythrocytemembraneassociatedproteinswithone- dimensionalandtwo-dimensionalgelelectrophoresis followedbyidentificationwithmatrixassistedlaser
desorption/ionization-timeofflightmassspectrometry.
Proteomics2002;2:1229–1239.
[24] Roux-DalvaiF,GonzalezdePeredoA,SimóC,etal.
Extensiveanalysisofthecytoplasmicproteomeofhuman erythrocytesusingthepeptideligandlibrarytechnology andadvancedmassspectrometry.MolCellProteomics 2008;7:2254–2269.
[25] PasiniEM,KirkegaardM,MortensenP,etal.In-depth analysisofthemembraneandcytosolicproteomeofred bloodcells.Blood2006;108:791–801.
[26] AnnisAM,GlenisterKM,KillianJJ,etal.Proteomicanalysis ofsupernatantsofstoredredbloodcellproducts.
Transfusion2005;45:1426–1433.
[27] D'AmiciGM,RinalducciS,ZollaL.Proteomicanalysisof RBCmembraneproteindegradationduringbloodstorage.
JProteomeRes2007;6:3242–3255.
[28] RubinO,CrettazD,CanelliniG,etal.Microparticlesin storedredbloodcells:anapproachusingflowcytometry andproteomictools.VoxSang2008;95:288–297.
[29] RinalducciS,D'AmiciGM,BlasiB,etal.Peroxiredoxin-2asa candidatebiomarkertotestoxidativestresslevelsofstored redbloodcellsunderbloodbankconditions.Transfusion 2011;51:1439–1449.
[30] SilberringJ.Problemyproteomikiklinicznej–trendy, niebezpieczeństwaiproblemy.PostępyBiologiiKomórki 2009;36(S25):111–115.
