[2020/Nr 2] Pentraksyna 3 i jej rola w odbudowie tkanek

(1)

Pentraksyna 3 i jej rola w odbudowie tkanek

Joanna Górka-Dynysiewicz

¹

, Jolanta Zuwała-Jagiełło

¹

1 Katedra i Zakład Biochemii Farmaceutycznej, Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, Polska Farmacja Polska, ISSN 0014-8261 (print); ISSN 2544-8552 (on-line)

Pentraxin 3 and its role in tissue repair

Pentraxin 3 (PTX3) is a member of the long pentraxin family. It is an acute-phase protein produced and released in regions of injury. It belongs to humoral innate immune response. It acts as an indicator and regulator of inflammation, in response to the activity of i.a. proinflammatory cytokines (TNF-α, IL-1β), toll-like receptor (TLR) agonists and lipopolysaccharides. It is synthesised in different types of cells, such as: monocytes, macrophages, dendritic cells, endothelial cells, smooth muscle cells, fibroblasts or adipocytes. PTX3 is also produced during neutrophil differentiation and stored in specific granules of mature neutrophils, ready to be released upon microbial recognition. This multimeric glycoprotein is composed of 381 amino acid residues. It contains the N-terminal domain (18-178 amino acid residues) and the C-terminal domain (179-381 amino acid residues), including the 17-amino-acid signal peptide. Its modular structure enables its various bioactivity. PTX3 removes apoptotic cells during the immune response. PTX3 interacts with components of the hemostatic system and the fibrinolytic cascade, under acidic conditions that occur in damaged tissues. As a result of the interaction with plasminogen and fibrin in the wound, pentraxin 3 promotes the process of fibrinolysis and plays a role in the tissue repair process. Together with chemokines, PTX3 organises the leukocyte recruitment in the region of injury, contributing to the formation of the inflammatory microenvironment and the suppression of the inflammatory response. In many animal models, it has been shown that PTX3 plays a complex, non-redundant role in pathogen resistance, inflammation control and tissue repair, acting as an onco-suppressor gene as well. The diverse bioactivity of PTX3 is probably a result of its capability to interact with a wide spectrum of ligands, including complement components, adhesion molecules, growth factors and extracellular matrix components. The involvement of PTX3 in many biological processes determines it as a potentially important biomarker of many diseases. These studies will prove that pentraxin 3 is involved in tissue regeneration. The involvement of PTX3 in tissue injury / tissue remodelling will highlight the relationship and interaction between homeostasis and resistance. This information helps us to understand why PTX3 may become a potential diagnostic marker of the severity of illness related to tissue remodeling, as well as it provides sufficient evidence for using this protein as a therapeutic tool. A better understanding of the complex mechanisms, in which pentraxin 3 is involved, should be sought.

Keywords: wound healing, Pentraxin 3, tissue remodeling.

Joanna Górka-Dynysiewicz, Katedra i Zakład Biochemii Farmaceutycznej, Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu, ul. Borowska 211A, 50–556 Wrocław,

e-mail: joanna.gorka-dynysiewicz@umed.wroc.pl

Źródła finansowania

Nie wskazano źródeł finansowania.

Konflikt interesów:

Nie istnieje konflikt interesów.

Otrzymano: 2020.01.23 Zaakceptowano: 2020.01.30 Opublikowano on line: 2020.03.15

DOI

10.32383/farmpol/118530 ORCID

Joanna Górka-Dynysiewicz (ORCID iD: 0000-0003-1797-025X) Jolanta Zuwała-Jagiełło

(ORCID iD: 0000-0003-0314-3253)

Copyright

To jest artykuł o otwartym dostępie, na licencji CC BY NC

https://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0/

(2)

Wstęp

Odporność wrodzona jest zaangażowana w koor- dynację zdarzeń prowadzących do naprawy tkanki.

Uszkodzenie struktury tkankowej powoduje m.in.

gromadzenie leukocytów, inicjowanie odpowiedzi zapalnej i zapoczątkowanie procesów regeneracji. Następuje wtedy synteza białek ostrej fazy.

Jednym z nich jest pentraksyna 3 (PTX 3), biorąca udział w indukcji dopełniacza na drodze klasycznej [1]. Jest ona glikoproteiną wyróżniającą się obecno- ścią domeny pentraksynowej. Jej modułowa struktura umożliwia różnorodną aktywność biologiczną.

Główną jej rolą jest udział w rozpoznawaniu i szyb- kim usuwaniu komórek apoptotycznych, zapobieganiu uwalnianiu autoantygenów oraz endogennych czynników zapalnych. PTX3 współdziała z komór- kami układu odpornościowego, szczególnie z makrofagami, działa jako wskaźnik i regulator stanu zapalnego oraz modulator aktywacji układu dopeł- niacza [1, 2]. W wyniku interakcji z plazminogenem i fibryną w miejscu zranienia, PTX3 promuje proces fibrynolizy i pełni rolę w procesie naprawy tkanek [3, 4]. Razem z chemokinami pentraksyna 3 organi- zuje rekrutację leukocytów w miejscu uszkodzenia, przyczyniając się do kształtowania mikrośrodowi- ska zapalnego i tłumienia odpowiedzi zapalnej [5, 6].

Wzrost wartości osoczowych stężeń PTX3 u pacjen- tów z chorobami o charakterze zapalnym podkreśla jej potencjalne znaczenie prognostyczne. Wykazano w wielu modelach zwierzęcych, że PTX3 odgrywa złożoną, nie nadmiarową rolę w odporności na pato- geny, w regulacji stanu zapalnego i naprawie tkanek [7], działając również jako gen onkosupresyjny [1].

Różnorodna aktywność biologiczna PTX3 prawdo- podobnie pochodzi z jej zdolności do interakcji z sze- rokim spektrum ligandów, w tym ze składnikami dopełniacza (C1q, czynnik H, białko wiążące C4, fikoliny i lektyna), cząsteczkami adhezyjnymi (selek- tyna P), czynnikami wzrostu (czynnik wzrostu fibro- blastów 2 (FGF2) i innymi członkami rodziny FGF) oraz składnikami macierzy pozakomórkowej (inhibitor inter-α-trypsyny, gen-6 indukowany przez TNF i fibryna), a także do rozpoznawania różnych apoptotycznych komórek i drobnoustrojów [1, 7].

W tej pracy skupiono się jedynie na przedstawieniu zaangażowania pentraksyny 3 w proces przebudowy tkanek. Informacje te pozwolą zrozumieć dlaczego PTX3 jest potencjalnym biomarkerem diagnostycznym chorób związanych z przebudową uszkodzonej tkanki.

Gen pentraksyny 3, aktywatory, źródła komórkowej syntezy

Gen pentraksyny 3 znajduje się na chromoso- mie 3q25.6 i jest zorganizowany w trzy egzony, roz- dzielone dwoma intronami. Dwa pierwsze kodują

odpowiednio: szkielet peptydowy i domenę N-koń- cową, a trzeci domenę C-końcową [8]. PTX3 jest indukowana m.in. przez cytokiny zapalne, takie jak IL-1β i TNF-α, IL-17 oraz przez agonistów TLR, drobnoustroje [1]. Pentraksyna jest indukowana w wielu różnych typach komórek, w tym w fibroblastach i komórkach śródbłonka, monocytach/makrofagach, komórkach dendrytycz- nych, komórkach maziowych, chondrocytach, adipocytach, komórkach glejowych, mezangial- nych komórkach nabłonkowych i komórkach siat- kówki [9]. Utlenione lipoproteiny o niskiej (ox-LDL) i wysokiej gęstości (ox-HDL) indukują wytwarza- nie PTX3 w komórkach śródbłonka i pierwotnych komórkach mięśni gładkich naczyń [10]. Mikro- -ligandy stymulują uwalnianie PTX3 z neutrofili, w których białko to, głównie, jest przechowywane w specyficznych ziarnistościach [6]. Wśród jedno- jądrzastych komórek krwi obwodowej tylko monocyty eksponowane na zapalne cytokiny lub lipopolisacharyd (LPS) wytwarzają mRNA PTX3 [1].

PTX3 jest ujemnie regulowana, np. przez IFN-γ, IL-4, deksametazon, (1α, 25)-dihydroksywita- minę D3 i prostaglandynę E2. IL-10 zwiększa indu- kowaną lipopolisacharydem produkcję PTX3 [8].

Pozytywne i negatywne modulatory PTX 3 przed- stawia rycina 1. Długa pentraksyna jest syntety- zowana lokalnie w obszarze objętym zapaleniem.

Jej ekspresja i produkcja jest regulowana przez różne szlaki sygnałowe, głównie w zależności od typu komórki i/lub bodźców. Szlak NF-κB kontroluje ekspresję PTX3 w warunkach zapalenia zależnego od receptora IL-1 lub TLR [3, 5], podczas gdy indukcja białka przez TNF-α w komórkach nabłonka płuc obejmuje ścieżkę z kinazą N-końcową c-Jun (JNK) [9]. Indukowana przez HDL produkcja PTX3 w komórkach śródbłonka wymaga aktywacji szlaku PI3K/Akt przez sprzężone z G recep- tory lizosfingolipidów [6]. Ekspresja ludzkiego genu PTX3 w warunkach fizjologicznych i zapalnych jest również regulowana przez mechanizmy epigene- tyczne [3].

Molekularne i funkcjonalne właściwości PTX3

PTX3 (nazywana również TSG-14) została zidentyfikowana na początku lat 90. przez Brevia- rio. Potwierdził on jej obecność na fibroblastach i komórkach śródbłonka naczyniowego. [10]. Pen- traksyna 3 jest multimeryczną glikoproteiną, zło- żoną z ośmiu identycznych protomerów tworzą- cych wydłużony oktamer o masie cząsteczkowej 344 kDa. Buduje ją 381 reszt aminokwasowych, w tym 17-aminokwasowy peptyd sygnałowy (istnieje 82% podobieństwo między ludzką a mysią pentraksyną 3). PTX3 należy do członków długiej

(3)

podrodziny pentraksyn, która obejmuje również apeksynę – szczurzą, mysią i ludzką, pentraksynę neuronalną 1 (NP1 lub NPTX1) i 2 (NP2, znany również jako Narp lub NPTX2), przypuszczal- nie integralną błonę pentraksyn NRP oraz PTX4 [11]. Protomer PTX3 jest zorganizowany w region N-końcowy zbudowany ze 178 reszt aminokwasowych i domenę C terminalną o długości 203 reszt aminokwasowych. Domena N-końcowa nie ma oczywistego podobieństwa do jakiegokolwiek białka o znanej strukturze. Przewidywania struktury dru- gorzędowej wskazują, że ta domena zawiera głównie elementy α-helikalne, z których trzy są prawdopo- dobnie zorganizowane w zwoje (reszty aminokwasowe 78–97,109–135, 144–170) [12]. Ponadto, przewiduje się, że fragment N-końcowy tej domeny (reszty aminokwasowe 18–54) jest wewnętrznie nieuporządkowany, co może zapewniać białku PTX3 strukturalną i funkcjonalną wszechstronność

[13]. C-końcowa domena łączy się z krótkimi pen- traksynami znacznym stopniem homologii (57%

podobieństwa), wskazując, że składa się z ośmiu nici β-harmonijki – struktura zwana jako β-jelly, przypomina tę występującą w lektynach. Jest ona stabilizowana przez trzy mostki disiarczkowe [14].

Oprócz organizacji wielodomenowej PTX3 ma zło- żoną strukturę czwartorzędową, charakteryzującą się dwoma tetramerami połączonymi ze sobą wią- zaniami kowalencyjnymi, tworząc oktamer, który jest główną formą cząsteczki i wykazuje większą aktywność funkcjonalną w porównaniu z postacią tetrameryczną [8].

Gojenie rany

Skuteczne gojenie rany występuje dzięki nastę- pującym po sobie procesom: krzepnięcia krwi (hemostaza), reakcji zapalnej, migracji i proliferacji Odkładanie macierzy

pozakomórkowej

Funkcja i dysfunkcja

śródbłonka naczyń Płodność

Fibrynoliza

Funkcje antyangiogenne, zapalne i pro-/anty-

nowotworowe Rozpoznawanie komórek

przeznaczonych do apoptozy Monocyty

Mieloidalne komórki dendrytyczne

Komórki nabłonka nerek Komórki nabłonka płuc

Komórki śródbłonka naczyń krwionośnych

Komórki mięśni gładkich

Komórki nowotworowe Komórki mezangium

Różnicujące się adipocyty Synowicyty

Aktywacja kaskady dopełniacza i rozpoznawania

patogenów

Rycina 1. Legenda: Miejsca syntezy oraz funkcje pentraksyny 3 (zmodyfikowane wg [14]). Komórki wytwarzają PTX3 w odpowiedzi na pozytywne (zaznaczone na zielono) i negatywne (zaznaczone na czerwono) modulatory. Legenda: IL-1β, -4, -10, -17: interleukina -1β. -4, -10, -17; TNF-α: czynnik martwicy nowotworu-α; LPS: lipopolisacharyd LAMS: lipoarabinomannany; IFN-γ: interferon gamma; TLR: receptor toll-podobny; DEX: deksametazon; PGE2: prostaglandyna E2; TGF-β: tranformujący czynnik wzrostu beta;

IgA: immunoglobulina A; CD40: antygen różnicowania komórkowego 40; LDL: lipoproteina o małej gęstości.

Figure 1. Legend: Synthesis sites and functions of pentraxin 3 (modified by[14]). Cells produce PTX3 in response to positive (marked in green) and negative (marked in red) modulators. IL-1β, -4, -10, -17: interleukin -1β. -4, -10, -17; TNF-α: tumor necrosis factor-α; LPS: lipopolysaccharide; LAMS: lipoarabinomannans; IFN-γ: interferon gamma; TLR: toll-like receptor;

DEX: dexamethasone; PGE2: prostaglandin E2; TGF-β: transforming growth factor β; IgA: immunoglobulin A; CD40: cluster of differentiation; LDL: low density lipoprotein.

(4)

komórek, obkurczania i przebudowie tkanki. Płytki krwi, neutrofile, makrofagi oraz mezenchymalne komórki zrębu (MSCs) stanowią główne składowe gojenia w trakcie procesu naprawy. Płytki krwi rekrutowane w miejscu urazu w procesie krzep- nięcia krwi uwalniają czynniki krzepnięcia, powo- dując odkładanie fibryny, a także wielu mediatorów i czynników wzrostu, które utrzymują odpowiedź zapalną i proliferacyjną [15, 16]. Neutrofile chro- nią gospodarza przed drobnoustrojami, rozpoczy- nają oczyszczanie z uszkodzonych komórek i pod- trzymują odpowiedź zapalną. Ponadto, biorą udział w rozkładzie skrzepu i degradacji macierzy poza- komórkowej, migracji i proliferacji keranocytów i fibroblastów. Gdy stan zapalny ustąpi, liczba neutrofili w miejscu rany zmniejsza się, a uszkodzona tkanka ulega długiemu procesowi eliminacji i przebudowy. Makrofagi regulują stan zapalny i indukują odkładanie się macierzy pozakomórkowej (ECM).

Klasycznie aktywowane makrofagi występują w początkowej odpowiedzi na uszkodzenie tkanki.

Ułatwiają wrodzonej odpowiedzi immunologicznej usuwanie zużytych neutrofili i uszkodzonych tkanek, usuwają fibrynę i przygotowują miejsce rany na fazę odkładania się nowej tkanki. Alterna- tywnie aktywowane makrofagi (indukowane np.

przez IL-4/IL-13, IL-10) dominują w późnej odpowiedzi zapalnej. Ponadto, uczestniczą w wycisza- niu stanu zapalnego, promowaniu angiogenezy, fibroplazji oraz odkładaniu ECM i ostatecznej przebudowie tkanki przez produkcję kilku czynników wzrostu i proteaz [6]. W późniejszej fazie prolifera- cyjnej dominujące w miejscu rany stają się komórki pochodzenia mezynchemalnego. Są one odpowie- dzialne za produkcję nowego ECM, w tym kolagenu potrzebnego do przywrócenia struktury i funkcji uszkodzonej tkanki. W celu dostarczenia substan- cji odżywczych i tlenu w miejscu uszkodzenia tworzy się sieć naczyń krwionośnych. Naczynia krwio- nośne ulegają destrukcji, a makrofagi i neutrofile przechodzą w stan apoptozy. W warunkach fizjo- logicznego uszkodzenia tkanka zastępowana jest w ranie funkcjonalną tkanką bliznowatą. Konse- kwencją naprawy tkanek może być włóknienie lub bliznowacenie [17].

Pentraksyna 3 jest wymagana do tworzenia macierzy pozakomórkowej i wchodzi w interakcje z jej białkami. Bierze udział w stabilizacji składników ECM i utrzymania homeostazy [1, 6]. Działa między uszkodzoną ścianą naczynia a skrzepliną, tłumiąc fibrynogen i kolagenowe działanie proza krzepowe.

Niedobór PTX3 powoduje znaczące zmiany w procesie gojenia rany, indukuje odkładanie fibryny i zwiększone odkładanie kolagenu [5, 18].

W miejscu toczącego się procesu zapalnego, dzięki PTX3 glikozaminoglikany (kwas hialuronowy (HA)) mogą tworzyć charakterystyczne dynamiczne

matryce hialuronianowe, złożone z połączonych ze sobą pojedynczych łańcuchów. Taka postać HA może ograniczać reakcje immunologiczne poprzez wiąza- nie monocytów, limfocytów T i B oraz utrzymywać je w stanie nieaktywnym. Sieciowanie hialuronia- nem jest częścią mechanizmu ochronnego, pro- mującego adhezję leukocytów do kompleksów HA, a nie umożliwiającego kontakt z receptorami pro- mującymi zapalenie na leżących poniżej tkankach.

Zatem, leukocyty są utrzymywane w stanie nieakty- wowanym przez odpowiednie grupowanie recepto- rów lub ich współdziałanie. Sieci hialuronowe mogą służyć jako rusztowania, aby zapobiec utracie skład- ników macierzy pozakomórkowej (ECM) [19].

Pentraksyna 3 jako element wrodzonej odpowiedzi immunologicznej

w naprawie uszkodzonej tkanki

We wczesnej fazie uszkodzenia tkanki utrzymywane jest słabo kwaśne pH. Dzięki temu PTX3 przy- gotowuje się w tryb naprawy, zachowując przy tym swoją zdolność do współdziałania z komórkami układu odpornościowego. Stężenie jej wzrasta we krwi i miejscowo, a jej obecność może być wykryta przez cały czas trwania procesu naprawy uszkodzonej tkanki (gojenia rany). PTX3 umiejsca wia się w skrzepie w obecności makrofagów i mezenchy- malnych komórek zrembu, które zbiorowo migrują w kierunku miejsca zranienia oraz przerostu nabłon- kowego. W dalszych etapach naprawy PTX3 roz- prasza się w strupie i w nowo utworzonej tkance.

Komórki takie jak makrofagi, mezenchymalne komórki zrębu i komórki mięśni gładkich synte- tyzują PTX3 w miejscu zranienia jako odpowiedź na aktywację receptorów TLR i sygnał od interleu- kiny 1β. Neutrofile, które magazynują PTX3 w swo- ich ziarnistościach, stopniowo uwalniają ją w czasie tworzenia się skrzepu. Jeśli jednak ilość PTX3 nie będzie wystarczająca, może pojawić się odmienna lokalna odpowiedź hemostatyczna. W takiej sytuacji obserwuje się grubsze skrzepy, zwiększone odkłada- nie się włóknika i zwiększoną zawartość czynników pochodzących z aktywowanych płytek krwi i trom- biny. W późniejszym czasie, w ranach z niedoborem PTX3 pojawiają się większe ilości reaktywnych fibroblastów i kolagenu. Takie rany wykazują ogólne oznaki opóźnienia formułowania się dojrzałych tkanek, w tym wadliwe pokrywanie nabłonkiem i osta- tecznie przerost nabłonka [20].

PTX3 jako modulator procesu fibrynolizy

Zwiększone krzepnięcie i odkładanie się fibryny oraz kolagenu związane z niedoborem PTX3 sugeruje wzajemną zależność między pentraksyną 3

(5)

i układem hemostatycznym. PTX3 oddziałuje z fibrynogenem, fibryną i plazminogenem w kwa- śnym pH (optymalny zakres od 6,5 do 5,5), a jed- nocześnie nie wiąże się z innymi badanymi skła- dowymi kaskady krzepnięcia lub fibrynolizy.

W pierwszych fazach gojenia rany, zewnątrzkomór- kowe pH jest kwaśne i waha się od 5,7 do 6,1. Po urazie dochodzi do zmniejszonego przepływu krwi przez tkankę i obniżenia pH obszaru uszkodzenia.

Ma ono funkcjonalne znaczenie w skutkach gojenia poprzez wpływ na kilka procesów, w tym adhe- zję, migrację i proliferację komórek. Pentraksyna 3 oddziałuje z fibryną i plazminogenem. Jej N-koń- cowa domena jest odpowiedzialna za te interakcje, jako że C-końcowa wykazuje niskie powinowac- two do fibryny, wiążąc się jedynie z plazminogenem. W eksperymentach na modelach zwierzęcych podawanie in vivo PTX3 wyeliminowało wszyst- kie zmiany związane z niedoborem PTX3, w tym przedwczesną kontrakcję ran, zmienione krzep- nięcie i zwiększone odkładanie kolagenu. [5]. Inte- rakcja N-końcowej domeny PTX3 z fibrynogenem była również istotna przy osłabieniu agregacji płytek krwi. Jak oceniono, dzięki zastosowaniu selektyw- nych przeciwciał w testach kompetycyjnych, odzia- ływanie PTX3 z fibryną i plazminogenem zachodzi w różnych miejscach w jej N-końcowej domenie i nie wpływa na interakcję fibryny z plazminogenem [21]. Wykazano, że PTX3 łączy się z 5 domeną plazminogenu typu kringle (KR5), która wywołuje zmianę konformacyjną białka, prowadzącą do formy otwartej. PTX3 nie wpływa jednak na 1 domenę plazminogenu typu kringle, która pośredniczy we wstępnym przyłączaniu proenzymu do fibryny lub do powierzchni komórki. Ligandy miejsc wią- żących L-lizynę na domenie KR5 powodują zmiany konformacyjne plazminogenu od zamkniętej nie- aktywnej do otwartej aktywnej, co jest istotne dla jego konwersji do plazminy, która odgrywa główną rolę w procesie fibrynolizy. Nie wiadomo obecnie, czy interakcja PTX3 z plazminogenem poprzez jego domenę KR5 ma funkcjonalne znaczenie w aktywacji tego białka. W pozakomórkowych badaniach nad fibrynolizą interakcja ta wzmacniała degrada- cję skrzepu za pośrednictwem plazminy. W prze- ciwieństwie do tego, zwiększona fibrynoliza nie została zaobserwowana w obojętnym środowisku, co sugeruje kluczową rolę niskiego pH w nadzoro- waniu funkcji PTX3. Dodatkowo PTX3 kontroluje przebudowę macierzy pozakomórkowej w miejscu urazu dzięki interakcji z fibrynogenem i plazminogenem w kwaśnym pH. Aktywatory plazminogenu – u-PA i t-PA są obojętnymi proteazami i w związku z tym, w niskim pH są mniej aktywne i powodują zmniejszoną fibrynolizę w porównaniu do obojęt- nego. Dlatego też fakt, że PTX3 łączy się z fibryną i plazminogenem w zależności od pH zapewnia, że

to oddziaływanie nie wystąpi w krwioobiegu, ale w miejscu naprawy tkanek, gdzie będzie wspoma- gać proces fibrynolizy [5]. Kwaśne pH działa więc jak sygnał „włączenia” tej funkcji PTX3.

Podczas procesu powstawania nowej tkanki, makrofagi i mezenchymalne komórki zrębu docie- rają do rany. Tymczasowa macierz pozakomórkowa jest zastępowana przez ziarninę bogatą w kolagen typu I i inne białka macierzy pozakomórkowej.

Zaobserwowano, że w ranach ze zwiększoną ilo- ścią PTX3 plazminogen i PTX3 graniczą z makrofagami i MSCs macierzy pozakomórkowej, podczas gdy w ranach z niedoborem PTX3 komórki te były rozproszone w skrzepie i związane z plazminogenem. Dodatkowo, przy niedoborze PTX3 makrofagi i mezenchymalne komórki zrębu rozłączały się podczas inwazji na uszkodzoną tkankę i nie tworzyły wolnych przestrzeni wewnątrz skrzepu. Wyka- zywały także wadliwą aktywność fibrynolityczną w warunkach in vitro. Ponadto, w ranach z niedo- borem PTX3 zaobserwowano wyższą zawartość nie- naruszonego włóknika, mniejszą zawartość plazminogenu oraz plazminy [21]. Tym samym badania te sugerują, że PTX3 przyczynia się do naprawy tkanek poprzez promowanie w kwaśnym środowisku miejsca zranienia, okołokomórkowej fibrynolizy, której pośredniczy plazminogen [22].

Rola pentraksyny 3 w modelach niezakaźnego uszkodzenia tkanek

Funkcja PTX3 w procesie naprawy tkanek została zbadana w różnych modelach niezakaźnego uszkodzenia tkanek (chirurgiczne rany skóry, che- micznie wywołane uszkodzenie wątroby i płuc czy zakrzepica tętnicza) [5]. Wykazano, że pentraksyna 3 przyczynia się do organizacji naprawy tkanek poprzez interakcje z plazmionogenem i fibryną, a także dzięki zdolności do pobudzania okołokomór- kowej fibrynolizy.

W mysich modelach niezakaźnego uszkodzenia tkanki, niedobór długiej pentraksyny związany był ze zmienioną odpowiedzią zakrzepową, zwiększo- nym odkładaniem fibryny, po którym następowało zwiększone odkładanie się kolagenu [8, 18, 23, 24].

Na skutek uszkodzenia tkanki następowało indu- kowanie miejscowego wydzielania PTX3. W przypadku ran skóry, niedobór PTX3 związany był ze zwiększonym odkładaniem się fibryny, po którym następowało zwiększone odkładanie się składni- ków ECM, fibroplazja, hiperplazja nabłonka oraz opóźnione zdrowienie. Przedwczesne obkurczenie się rany obserwowano u myszy, u których wystę- pował niedobór PTX3 [17]. Podanie farmaceutycz- nych inhibitorów krzepnięcia oraz aktywacja płytek cofnęła te nieprawidłowości, włącznie z przedwcze- snym obkurczaniem się rany oraz zwiększonym

(6)

odkładaniem się kolagenu [5]. Zmieniona reakcja hemostatyczna oraz fibrynolityczna wywołała zmiany związane z niedoborem PTX3 w gojeniu ran skóry.

W przypadku uszkodzeń wątroby spowodowanych przez tetrachlorek węgla, PTX3 znajdowała się w obszarach martwiczo-zapalnych oraz we włók- nistych przestrzeniach wrotnych i była związana z neutrofilami, makrofagami oraz mezenchymalnymi komórkami zrębowymi. W takim układzie niedobór PTX3 związany był ze zwiększoną zakrze- picą centralno-zrazikową oraz odkładaniem się fibryny w obszarach martwiczo-zapalnych, w któ- rych następstwie miało miejsce poważne zakłóce- nie odbudowy oraz włóknienie wątroby, co wynika ze zwiększonej liczby komórek fibroblastycznych αSMA+ oraz złogów kolagenu. Podobne anoma- lie zauważono w różnych modelach uszkodzenia płuca [5, 25].

Badania Perea i wsp. wykazały, że chociaż PTX3 ulega ekspresji głównie w neutrofilach w zdrowej wątrobie, to w przypadku uszkodzenia ekspresja jej ma miejsce głównie w komórkach gwiaździstych wątroby (HSC), czyli głównym typie komórek odpowiedzialnych za odpowiedź napraw- czą po uszkodzeniu tkanki i włóknieniu wątroby.

Możemy stwierdzić, że w odpowiedzi na uszkodzenie PTX3 uwalniana przez neutrofile może promo- wać aktywację HSC. Jednakże w przewlekłej choro- bie wątroby aktywowane HSC stałyby się głównym typem komórek wytwarzających PTX3, co może zwiększyć odpowiedź naprawczą po uszkodzeniu wątroby i wywierać ochronne i immunologiczne działanie modulujące [26].

Dodatkowo PTX3 odgrywała rolę ochronną w mysim modelu niedokrwiennego uszkodzenia mózgu, gdzie doprowadziła do zmniejszenia obrzęku, oraz w utworzeniu się blizny glejowej [21].

Podanie PTX3 cofnęło śródmiąższowe włóknienie zależne od IL-6/STAT3 w mysim modelu ostrego uszkodzenia nerek [27].

Jak powszechnie wiadomo, fibryna odkładana jest po urazie, a jej późniejsze usunięcie jest klu- czowe dla odbudowy tkanki w głównych narządach, a także w wielu stanach patologicznych [28]. Nie- prawidłowa fibrynoliza prowadzi do zmian w two- rzeniu się tkanki łącznej. Makrofagi oraz komórki MSCs pojawiają się w miejscu urazu, wdzierają się do macierzy zapalnej, w mechanizmie tym pośred- niczy plazmina, pozwalając na usunięcie fibryny oraz na związane z nim odkładanie się ziarniny bogatej w kolagen typu I i inne białka ECM. Zmiany w odbudowie tkanki, obserwowane u myszy z niedoborem PTX3, zostały przypisane nieprawidło- wej fibrynolizie, dokonywanej przez makrofagi i komórki MSCs [5, 22]. Również in vitro, makro- fagi i fibroblasty z niedoborem PTX3 wykazywały wadliwą aktywność fibrynolityczną, co sugeruje, że

PTX3 przyczynia się do progresji okołokomórkowej fibrynolizy, która wspomaga regenerację. Wyka- zano, że PTX3 wchodzi w interakcję w szczególno- ści z plazminogenem oraz fibryną w kwaśnym pH [5]. Oddziaływanie PTX3 ze związkami należącymi do grupy kolektyn i fikolin, następujące poprzez ich podobne do fibrynogenu oraz kolagenu domeny, jest łatwiejsze w kwaśnym mikrośrodowisku [29].

Zakwaszenie rany, mające miejsce na skutek ada- ptacji metabolicznej komórek do spowodowanej urazem hipoperfuzji, ma znaczenie czynnościowe w efekcie procesu zdrowienia. Obejmuje ono kilka procesów, w tym: adhezję, migrację oraz prolife- rację komórek. Oddziaływanie PTX3 z fibryną oraz plazminogenem zachodzi przez różne miejsca w jej N-końcowej domenie, a obecność PTX3 nie zakłóca interakcji między fibryną a plazminogenem [30].

W modelu zakrzepicy tętniczej, PTX3 produkowana przez ścianę naczynia pełniła decy- dującą funkcję ochronną w modulacji powstawania zakrzepu [18]. Preinkubacja fibrynogenu z PTX3 znacząco zmniejszyła agregację płytek w obecności kolagenu. Podobnie, preinkubacja kolagenu z PTX3 osłabiała agregację płytek w obec- ności fibrynogenu. Efekty te były zależne od, odpowiednio, N-końcowej oraz C-końcowej domeny PTX3. Sugerowały one, że przy zakrzepicy tętni- czej PTX3 nie sprzyjała aktywności prozakrzepo- wej fibrynogenu oraz kolagenu. PTX3 wchodziła w interakcje z P-selektyną oraz osłabiała zależne od P-selektyny wynaczynienie. Jednakże, przy zakrzepicy tętniczej PTX3 nie wpłynęła na agregację zależ- nych od P-selektyny leukocytów z płytkami oraz śródbłonka z płytkami. Pomimo że początkowo istniały doniesienia, że PTX3 powoduje ekspresję czynnika tkankowego w komórkach śródbłonka i monocytach, kolejne badania in vitro oraz in vivo nie potwierdziły tych wyników [5, 18]. W modelu zakrzepicy ekspresja czynnika tkankowego w aor- cie u myszy z niedoborem PTX3 oraz w grupie kontrolnej była podobna [18]. Te wyniki są zgodne z dowodami świadczącymi o tym, że PTX3 ma funkcję ochronną w przypadku patologii naczynio- wych. Nadmiar PTX3 ograniczył pogrubienie błony wewnętrznej po urazie tętnicy szyjnej u szczura, a niedobór PTX3 związany był z powiększeniem obszaru zawału po niedokrwieniu mięśnia serco- wego / urazie reperfuzyjnym, zwiększonej miaż- dżycy oraz zwiększonej akumulacji makrofagów, a także zapaleniu w płytkach miażdżycowych [31].

Stwierdzono, że podanie MSCs z PTX3 do ostrych bądź przewlekłych ran poprawia proces zdrowienia poprzez wzrost powstawania ziarniny, przy- spieszenie reepitelializacji oraz stymulację angiogenezy poprzez sygnalizację parakrynną, co zachęca do prowadzenia nowych badań w zakresie leczenia niegojących się ran, spowodowanych poparzeniami

(7)

[32] i chorobą Leśniowskiego-Crohna [33]. W zra- nionej skórze mezenchymalne komórki macie- rzyste bogate w pentraksynę 3 pełniły funkcję sil- nego aktywatora regeneracji i przebudowy tkanki, podczas gdy mezenchymalne komórki macierzy- ste z niedoborem PTX3 wykazywały defektywną rekrutację oraz inwazyjność w miejscu urazu ze względu na nieprawidłową fibrynolizę i w związku z tym, ich efekt terapeutyczny był upośledzony, co powodowało opóźnienie zdrowienia [22]. Podobne wyniki otrzymano w mysim modelu urazu płuc, spowodowanym aspiracją oparów kwasu, imitując zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS).

W modelu mysim zaobserwowano korzystny wpływ leczenia mezenchymalnymi komórkami macierzy- stymi na wczesną, ostrą reakcję zapalną, obrzęk płuc oraz długotrwałe przekształcenie o charakterze zwłóknienia, oraz na czynność płuc. Poda- nie komórek MSCs ubogich w PTX3 było mniej efektywne w zakresie zmniejszenia obrzęku płuc w okresie 24 godzin po aspiracji oparów kwasu;

było też związane z nieprawidłową aktywnością fibrolityczną, co w późniejszym czasie powodowało zwiększone zwłóknienie płuc. Poziomy D-dime- rów znacznie zwiększyły się u myszy po leczeniu komórkami MSCs bogatymi w PTX3, co wskazuje na zdolność komórek macierzystych do modulo- wania fibrynolizy płucnej i, w rezultacie, wpływa- nia na bliznowacenie włókniste. Podanie MSCs ubogich w PTX3 skutkowało zmniejszonym stężeniem D dimerów w płucach w porównaniu do MSCs boga- tych w PTX3, co nadawało nieprawidłowej fibrynolizie obserwowany, zmniejszony efekt terapeutyczny komórek MSC ubogich w PTX3 [24].

PTX3 została również zidentyfikowana jako ważna cząsteczka biorąca udział w homeostazie oraz przebudowie kości [34]. W warunkach homeostazy, analiza histologiczna kości udowych dystal- nych u myszy z niedoborem PTX3 nie wykazała róż- nic w ilości aktywnych śródkostnych osteoklastów tkanki gąbczastej TRAP+. Tomografia mikrokom- puterowa wykazała jednak niższy stopień objęto- ści tkanki kostnej. W modelu złamania i regeneracji trzonu kości piszczelowej myszy z niedoborem PTX3 wykazywały zmniejszenie zdolności tworzenia nowej tkanki kostnej oraz regeneracji w sto- sunku do grupy kontrolnej, co wynikało z niższego procentu zmineralizowania tkanki przyrannej oraz mniejszej ekspresji kolagenu I w porównaniu do grupy kontrolnej. W warunkach homeostazy oraz odbudowy kości, ekspresja PTX3 była zwią- zana z innymi niż krwiotwórcze/nieśródbłonkowe komórki okostnej, w szczególności z podgrupami osteoprogenitorowymi CD51+ oraz α-SMA+. Eks- presja czynnika FGF2 ma miejsce na wczesnym eta- pie tworzenia się nowej tkanki kostnej. Czynnik FGF2 jest obficie gromadzony w macierzy kostnej,

gdzie bierze udział w przebudowie kości [35]. Zgod- nie z właściwościami PTX3, polegającymi na wiąza- niu FGF2 oraz na zapobieganiu działaniom zależnym od czynnika FGF2, PTX3 cofa negatywne skutki oddziaływania czynnika FGF2 na różnicowanie in vitro osteoblastów z komórek zrębowych szpiku kostnego. W związku z tym, PTX3 produkowana przez komórki pochodzące z osteoblastów działa jako czynnik chroniący kość, podczas tworzenia się tkanki kostnej [34]. Tworzenie się tkanki kostnej podczas odbudowy złamania rozpoczyna się wokół złogów pozanaczyniowych macierzy bogatej w fibrynę, a następujące później nieprawidłowości w usuwaniu fibryny z miejsca złamania poważnie upośledzają proces zdrowienia [36]. Wyczerpanie fibrynogenu u zwierząt z niedoborem plazminogenu przywraca normalny proces odbudowy [37], co dowodzi, że nieefektywny obrót fibryny jest klu- czowy dla regeneracji kości.

Podsumowanie

Omówione tu badania dostarczyły dowodów, że pentraksyna 3 bierze udział w odbudowie tkanek.

Poprzez oddziaływanie z fibrynogenem/fibryną oraz kolagenem i plazminogenem w kwaśnym pH, PTX3 reguluje reakcje zakrzepowe spowodowane urazem oraz sprzyja okołokomórkowej fibrynolizie.

Stężenie jej zależy od rozpoznania cząsteczek macierzy pozakomórkowej. Zaangażowanie pentraksyny 3 w uszkodzenie/proces przebudowy tkanek uwypukliły związek oraz wzajemne oddziaływanie pomiędzy homeostazą a odpornością. Informacje te pozwalają zrozumieć, dlaczego PTX3 może stać się potencjalnym markerem diagnostycznym cięż- kości chorób związanych z przebudową tkanki, jak również dostarczają uzasadnienia dla stosowania tego białka jako narzędzia terapeutycznego. Należy dążyć do osiągnięcia lepszego zrozumienia złożo- nych mechanizmów, w które pentraksyna 3 jest zaangażowana.

Piśmiennictwo

1. Bottazzi B, Doni A, Garlanda C, Mantovani A. An integrated view of humoral innate immunity: pentraxins as a paradigm. Annu Rev Immunol. 2010; 28: 157–183.

2. Garlanda C, Bottazzi B, Magrini E, Inforzato A, Mantovani A. PTX3, a humoral pattern recognition molecule, in innate immunity, tissue repair and cancer. Physiol Rev. 2018; 98: 623–639.

3. Bonavita E, Gentile S, Rubino M, Maina V, Papait R, Kunderfranco P,Greco C, Feruglio F, Molgora M, Laface I, Tartari S, Doni A, Pasqu- alini F, Barbati E, Basso G, Galdiero MR, Nebuloni M, Roncalli M, Colombo P, Laghi L, Lambris JD, Jaillon S, Garlanda C, Mantovani A.

PTX3 is an extrinsic oncosuppressor regulating complement-depen- dent inflammation in cancer. Cell. 2015; 160: 700–714.

4. Bottazzi B, Santini L, Savino S, Giuliani MM, Dueñas Díez AI, Man- cuso G, Beninati C, Sironi M, Valentino S, Deban L, Garlanda C, Teti G, Pizza M, Rappuoli R, Mantovani A. Recognition of neisseria menin- gitides by the long pentraxin PTX3 and its role as an endogenous adjuvant. PLoS ONE. 2015; 10(3) e0120807. doi: 10.1371/journal.

pone.0120807. eCollection 2015.

(8)

5. Doni A, Musso T, Morone D, Bastone A, Zambelli M, Sironi M, Casta- gnoli C, Cambieri I, Stravalaci M, Pasqualini F, Laface I, Valentino S, Tartari S, Ponzetta A, Maina V, Barbieri SS, Tremoli E, Catapano AL, Norata GD, Bottazzi B, Garlanda C, Mantovani A..An acidic microenvironment sets the humoral pattern recognition molecule PTX3 in a tissue repair mode. J Exp Med. 2015; 212: 905–925.

6. Ma YJ, Garred P. Pentraxins in complement activation and regulation.

Front Immunol. 2018; 9: Article 3046.

7. Kunes P, Holubcova Z, Kolackova M, Krejsek J: Pentraxin 3 (PTX3):

an endogenous modulator of the inflammatory response. Mediators Inflamm. 2012; 2012: 1–10.

8. Daigo K, Inforzato A, Barajon I, Garlanda C, Bottazzi B, Meri S, et al. Pentraxins in the activation and regulation of innate immunity.

Immunol Rev. 2016; 274: 202–217.

9. Mantovani A, Garlanda C, Doni A, Bottazzi B. Pentraxins in innate immunity: from C-reactive protein to the long pentraxin PTX3. J Clin Immunol. 2008; 28: 1–13.

10. Breviario, F, D’Aniello, E, Golay, J, Peri G, Bottazzi B, Bairochl A, Sac- conel S, Marzella R, Predazzi V, Rocch M, Della Vallell G, Dejana E, Mantovani A, Introns M Interleukin-1-Inducible Genes in Endothe- lial Cells. Cloning of a New Gene Related to C-Reactive Protein and Serum Amyloid P Component. The Journal of Biological Chemistry.

1992; 67: 22190–22197.

11. Garlanda C, Bottazzi B, Magrini E, Inforzato A, Mantovani A. PTX3, a humoral pattern recognition molecule, in innate immunity, tissue repair, and cancer. Physiol Rev. 2018; 98: 623–639.

12. Dyson HJ. Making sense of intrinsically disordered proteins. Biophys J. 2016; 110(5): 1013–1016.

13. Inforzato A, Baldock C, Jowitt TA, Holmes DF, Lindstedt R, Marcellini M, Rivieccio V, Briggs DC, Kadler KE, Verdoliva A, Bottazzi B, Manto- vani A, Salvatori G, Day AJ. The angiogenic inhibitor long pentraxin PTX3 forms an asymmetric octamer with two binding sites for FGF2.

J Biol Chem. 2010; 285: 17681–17692.

14. Giacomini A, Ghedini GC, Presta M, Ronca R. Long pentraxin 3:

A novel multifaceted player in cancer. Biochim Biophys Acta Rev Cancer. 2018; 1869: 53–63.

15. Doni A, Garlanda C, Mantovani A. Innate immunity, hemostasis and matrix remodeling: PTX3as a link. Semin Immunol. 2016; 28:

570–577.

16. Mantovani A, Biswas SK, Galdiero MR, Sica A, Locati M. Macrophage plasticity and polarization in tissue repair and remodelling. J Pathol.

2013; 229: 176–185.

17. Tomasek JJ, Gabbiani G, Hinz B, Chaponnier C, Brown RA. Myofibro- blastsand mechano-regulation of connective tissue remodeling. Nat Rev Mol Cell Biol. 2002; 3(5): 349–363.

18. Bonacina F, Barbieri SS, Cutuli L, Amadio P, Doni A, Sironi M. Vascu- lar pentraxin 3 controls arterial thrombosis by targeting collagen and ﬁbrinogen induced platelets aggregation. Biochim Biophys Acta.

2016; 1862: 1182–1190.

19. Tighe RM, Gerantziotis S. Hyaluronan interactions with innate immu- nity in lung biology. Matrix Biol. 2019; 78–79, 84–99.

20. Adamson R. Role of macrophages in normal wound healing: an ove- rview. J Wound Care. 2009; 18: 349–351.

21. Rodriguez-Grande B, Swana M, Nguyen L, Englezou P, Maysami S, Allan SM, Rothwell NJ, Garlanda C, Denes A, Pinteaux E. The acute- -phaseprotein PTX3 is an essential mediator of glial scar formation

and resolution of brain edema after ischemic injury. J. Cereb. Blood Flow Metab. 2014; 34: 480–488.

22. Cappuzzello C, Doni A, Dander E, Pasqualini F, Nebuloni M, Bottazzi B, Mantovani A, Biondi A, Garlanda C, D’Amico G. Mesenchymal stromal cell-derived PTX3 promotes wound healing via fibrin remode- ling. J Invest.Dermatol. 2016; 136: 293–300.

23. Erreni M^,Manfredi AA, Garlanda C^,Mantovani A^,Rovere-Querini P. The long pentraxin PTX3: A prototypical sensor of tissue injury and a regulator of homeostasis. Immunol Rev. 2017; 280:

112–125.

24. Mauri T, Zambelli V, Cappuzzello C, Bellani G, Dander E, Sironi M.

Intraperitoneal adoptive transfer of mesenchymal stem cells enhan- ces recovery from acid aspiration acute lung injury in mice. Inten- sive Care Med Exp. 2017; 5: 13.

25. Han B, Ma X, Zhang J, Zhang Y, Bai X, Hwang DM. Protective effects of long pentraxin PTX3 on lung injury in a severe acute respiratory syndrome model in mice. Lab Invest. 2012; 92: 1285–1296.

26. Perea L, Coll M, Sanjurjo L, Blaya D, Taghdouini AE, Rodrigo-Torres D, Graupera I, Aguilar-Bravo B, Llopis M, Vallverdú J, Caballeria J van Grunsven LA, Sarrias MR, Ginès P, Sancho-Bru P. Pentraxin-3 modulates lipopolysaccharide-induced inflammatory response and atte- nuates liver injury. Hepatology. 2017; 66: 953–968.

27. Xiao Y, Yang N, Zhang Q, Wang Y, Yang S, Liu Z. Pentraxin 3 inhibits acute renal injury-induced interstitial fibrosis through suppression of IL-6/Stat3 pathway. Inflammation. 2014; 37: 1895–1901.

28. Bugge TH, Kombrinck KW, Flick MJ, Daugherty CC, Danton MJ, Degen JL. Loss of fibrinogen rescues mice from the pleiotropic effects of pla- sminogen deficiency. Cell. 1996; 87: 709–719.

29. Ma YJ, Doni A, Romani L, Jurgensen HJ, Behrendt N, Mantovani A.

Ficolin-1-PTX3 complex formation promotes clearance of altered self-cells and modulates IL-8 production. J Immunol. 2013; 191:

1324–1333.

30. Doni A, D’Amico G, Morone D, Mantovani A, Garlanda C. Humoral innate immunity at the crossroad between microbe and matrix reco- gnition: The role of PTX3 in tissue damage. Semin Cell Dev Biol. 2016;

61: 31–40.

31. Salio M, Chimenti S, De Angelis N, Molla F, Maina V, Nebuloni M. Car- dioprotective function of the long pentraxin PTX3 in acute myocar- dial infarction. Circulation. 2008; 117: 1055–1064.

32. Bey E, Prat M, Duhamel P, Benderitter M, Brachet M, Trompier F.

Emerging therapy for improving wound repair of severe radiation burns using local bone marrow-derived stem cell administrations.

Wound Repair Regen. 2010; 18: 50–58.

33. Ciccocioppo R, Bernardo ME, Sgarella A, Maccario R, Avanzini MA, Ubezio C. Autologous bone marrow-derived mesenchymal stromal cells in the treatment of fistulising Crohn’s disease. Gut. 2011; 60:

788–798.

34. Grcevic D, Sironi M, Valentino S, Deban L, Cvija H, Inforzato A. The long Pentraxin 3 plays a role in bone turnover and repair. Front Immunol. 2018; 9: 417.

35. Long F. Building strong bones: molecular regulation of the osteoblast lineage. Nat Rev Mol Cell Biol. 2011; 13: 27–38.

36. O’Keefe RJ.Fibrinolysis as a target to enhance fracture healing. N Engl J Med. 2015; 373: 1776–1778.

37. Yuasa M, Mignemi NA, Nyman JS, Duvall CL, Schwartz HS, Okawa A.

Fibrinolysis is essential for fracture repair and prevention of hetero- topic ossification. J Clin Invest. 2015; 125: 3117–3131.