Odczynniki

 Metanol, Honeywell, Honeywell Burdach and Jackson, Muskegon, MI, USA

 Kwas mrówkowy, Fisher Scientific, Fair Lawn, New Jersey, USA

 Fizetyna ≥ 99% (TLC) Flucka Chemie, GmbH, Steinheim, Niemcy

 Kwercetyna ≥ 98% (HPLC) Flucka Chemie, GmbH, Steinheim, Niemcy

 Izoramnetyna ≥ 97% (HPLC) Flucka Chemie, GmbH, Steinheim, Niemcy

 Genisteina ≥ 99% (TLC) Flucka Chemie, GmbH, Steinheim, Niemcy

 Woda demineralizowana o oporności 10–15 MΩ^.cm^-1 2. Przygotowanie próbki

Roztwory wzorcowe substancji barwiących (fizetyny, kwercetyny, izoramnetyny i genisteiny) o stężeniu 0,2 mg^.mL^-1 otrzymano w wyniku rozpuszczenia 2 mg substancji w 10 mL metanolu. Roztwory przesączono przez sączki strzykawkowe o średnicy porów 0,45 µm, pierwsze 5 kropli odrzucono, pozostałość po przesączeniu przygotowano do analizy.

Mieszaninę związków barwiących o stężeniu 10 µg^.mL^-1 otrzymano przez zmieszanie równych objętości poszczególnych roztworów i rozcieńczenie jej za pomocą fazy ruchomej tak, aby ogólny stosunek metanolu do fazy wodnej w próbce odpowiadał początkowej zawartości tych faz w eluencie (2:3, v/v). Tak przygotowaną próbkę poddano kolejnym analizom z zastosowaniem różnych trybów monitorowania.

3. Parametry pracy aparatu

Badania wykonywano za pomocą układu HPLC–ESI QqQ MS w określonych warunkach pracy aparatów (tabela 6).

Tabela 6. Parametry pracy układu aparaturowego

Aparat Parametry

HPLC kolumna Zorbax SB C-18

przepływ 0,5 mL^.min^-1

program gradientu 0 min, 40 % B; 20 min, 90 % B; 21 min, 40 % B

objętość pętli 20 µL

ESI QqQ MS śledzone masy 100 – 350 m/z

 stałe czas skanowania 500 min

fragmentator 100

tryb ujemny

krok skanowania 0,1 amu

temperatura gazu 300 ^oC przepływ gazu 4 L^.min^-1

energia kolizji 30V

temperatura gazu osłonowego 380 ^oC przepływ gazu osłonowego 12 L^.min^-1 napięcie elektrorozpraszające 3000 V

 zmienne tryb skanowania

- zakres jonów 150 – 350 m/z tryb monitorowania wybranych jonów

- jony 315, 301, 285, 269 m/z

tryb monitorowania jonów potomnych

- jony macierzyste 315, 301, 285, 269 m/z - zakres jonów potomnych 50 – 330 m/z

tryb monitorowania jonów macierzystych

- potomne jony 151, 133, 121, 107 m/z - zakres jonów macierzystych 150 – 350 m/z

tryb monitorowania utraty cząstek obojętnych - masy traconych fragentów

obojętnych

15, 18, 28, 30, 42, 150, 164, 208 Da - zakres jonów macierzystych 150 – 330 m/z

tryb monitorowania reakcji metastabilnych oprogramowanie do optymalizacji

parametrów pracy

Mass Hunter Optimizer zakres zmian napięcia

fragmentatora

50 – 250 V zakres zmian energii kolizji 0 – 60 V

Aparat Parametry

wybrane reakcje metastabilne jon

macierzysty fragmentator jon

potomny CE

315 130 V 300 16 V

151 24 V

107 28 V

63 48 V

301 130 V 179 8 V

151 16 V

107 24 V

65 40 V

285 130 V 163 8 V

135 12 V

121 20 V

91 32 V

269 170 V 133 28 V

132 44 V

66 44 V

63 44 V

4. Uzyskane wyniki analizy flawonoidów

Roztwory były analizowane przy zastosowaniu ujemnej polaryzacji w kilku trybach monitorowania: skanowania, monitorowania wybranych jonów (SIM), rejestrowania jonów potomnych (PI), rejestrowania jonów macierzystych (MI), śledzenia jonów tracących fragmenty obojętne o stałej masie (NL) oraz monitorowania reakcji metastabilnych (MRM).

Na chromatogramie zarejestrowanym w trybie skanowania zaobserwowano cztery piki, których czasy retencji odpowiadały czterem flawonoidom występującym w badanej mieszaninie (rysunek 12).

Rysunek 12. Chromatogramy zarejestrowane w trybie skanowania dla mieszaniny flawonoidów: a) chromatogram całkowitego prądu jonowego (TIC), (b-e) chromatogramy pików głównych odtworzone dla wybranych jonów (o m/z 315, 301, 285 i 269)

Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx105

5

TIC

2 BPC 315

5 BPC 301

Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx104

min

Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx105

5

TIC

2 BPC 315

5 BPC 301

Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx104

min

Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx104

min

Na podstawie widm mas odtworzonych dla obserwowanych sygnałów jonów pseudocząsteczkowych [M-H]^- odpowiadających poszczególnym substancjom stwierdzono, że:

 pik A o czasie retencji 13,7 min świadczy o obecności fizetyny (m/z 285, [M-H]^- ),

 pik B – 14,9 min odpowiada kwercetynie (m/z 301, [M-H]^-),

 pik C – o czasie retencji 17,1 min odpowiada genisteinie (m/z 269, [M-H]^-),

 pik D – 18,1 min zarejestrowano dla izoramnetyny (m/z 315, [M-H]^-).

Obecność poszczególnych pików obserwowano jednocześnie na chromatogramach odtworzonych dla każdego z wymienionych jonów (rysunek 12 b-e).

W następnym etapie analizę prowadzono z zastosowaniem trybu monitorowania wybranych jonów (SIM), uwzględniając jedynie jony pseudocząsteczkowe poszczególnych związków. Tak jak poprzednio na chromatogramie zarejestrowano cztery piki (rysunek 13), niemniej jednak tryb ten pozwolił na obniżenie linii bazowej w wyniku ograniczenia liczby rejestrowanych jonów i wyeliminowania powstających na skutek jonizacji składników matrycy.

Rysunek 13. Chromatogram całkowitego prądu jonowego otrzymany dla mieszaniny flawonoidów zarejestrowany w trybie monitorowania wybranych jonów

Kolejnym trybem stosowanym podczas rejestracji chromatogramów był tryb monitorowania jonów potomnych (rysunek 14), w którym obserwowano jony powstałe w wyniku fragmentacji jonów macierzystych jonów pseudocząsteczkowych badanych flawonoidów (o m/z 269, 285, 301, 315). Na otrzymanych widmach mas obserwowano od

0,5 2,5 4,5

TIC

5 10 15 min

Intensywność, cpsx105

A B

C

D

0,5 2,5 4,5

TIC

5 10 15 min

Intensywność, cpsx105

A B

C

D

107, 135 czy 151 występowały jednocześnie na dwóch bądź trzech widmach, podczas gdy inne były charakterystyczne dla określonych związków, np. jon o m/z 271 i 300 dla izoramnetyny, a m/z 133 dla genisteiny.

Rysunek 14. Chromatogram otrzymany dla mieszaniny flawonoidów zarejestrowany w trybie monitorowania jonów potomnych, powstałych dla jonów macierzystych o m/z 269, 285, 301 i 315; a) chromatogram całkowitego prądu jonowego, b) chromatogram pików głównych

0,3 0,6 0,9

1 3 5 Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx103

a)

b)

5 10 15 min

5 10 15 min

TIC

BPC

A B

C

D 0,3

0,6 0,9

1 3 5 Intensywność, cpsx105Intensywność, cpsx103

a)

b)

5 10 15 min

5 10 15 min

TIC

BPC

A B

C

D

Rysunek 15. Widma mas jonów potomnych otrzymane dla jonów macierzystych o m/z: a) 315, b) 301, c) 285

62,9 63,2 120,1 136,0 162,9 163,9 242,9 282 ,9270,9 299,9 315,0

0

62,9 83,0 93,1 107,1 301,0

121,0108,0

63,1 107,0 159,0 268,9

223,0

60 100 140 180 220 260 m/z

269  **

Intensywność% 65 91,1 134,9 182,9

100

62,9 63,2 120,1 136,0 162,9 163,9 242,9 282 ,9270,9 299,9 315,0

0

62,9 83,0 93,1 107,1 301,0

121,0108,0

63,1 107,0 159,0 268,9

223,0

60 100 140 180 220 260 m/z

269  **

Intensywność% 65 91,1 134,9 182,9

100

Chromatogramy zarejestrowane w trybie jonów potomnych dostarczają różnego typu informacji. Dzięki temu chromatogramy te mogą być odtwarzane na wiele sposobów, obrazując zmiany w występowaniu różnych jonów macierzystych bądź potomnych w funkcji czasu retencji. Przykładem może być izoramnetyna, dla której jonu macierzystego o m/z 315 obserwowano pik przy tR 18,1 min (rysunek 16a). Ten sam pik obserwowano na chromatogramie odtworzonym dla określonej ścieżki fragmentacji, a mianowicie dla jonu potomnego o m/z 151 powstałego w wyniku rozpadu jonu macierzystego o m/z 315 (rysunek 16b). Jednocześnie występowanie jonu potomnego o m/z 151 było obserwowane również przy czasach retencji piku B i C, a więc powstawał on na skutek rozpadu innych jonów macierzystych (rysunek 16c) w przeciwieństwie do jonu potomnego o m/z 300, który był charakterystyczny dla piku D (rysunek 16d).

Rysunek 16. Chromatogramy odtworzone dla a) jonu macierzystego o m/z 315, b) jonu potomnego o m/z 151 powstałego z fragmentacji jonu o m/z 315, c) jonu potomnego o m/z 151, d) jonu potomnego o m/z 300

W trybie monitorowania jonów macierzystych na chromatogramie zarejestrowano te piki, których jony macierzyste rozpadły się z utworzeniem określonych jonów potomnych, tj.

jonów o m/z 107, 121, 133 i 151 (rysunek 17). Na chromatogramach odtworzonych dla Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx102

min Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx102

min

jednego ze związków, a mianowicie genisteiny (pik C, t_R 17,1 min), podczas gdy pozostałe w różnym stopniu powstawały na skutek fragmentacji jonów macierzystych dwóch bądź więcej flawonoidów.

Rysunek 17. Chromatogramy zarejestrowane w trybie monitorowania jonów macierzystych fragmentujących do jonów potomnych o m/z 107, 121, 133 oraz 151: a) chromatogram pików głównych, (b-e) chromatogramy odtworzone dla kolejnych jonów potomnych

Kolejnym trybem monitorowana był tryb śledzenia jonów tracących fragmenty obojętne o stałej masie. Wyboru traconych fragmentów dokonano w oparciu o wcześniej otrzymane widma jonów potomnych. Wśród nich znalazły się zarówno masy małe (15, 18, 28, 30, 42 Da), jak i większe (150, 164, 208 Da). Utratę fragmentów obojętnych o masach od 18 do 42 Da obserwowano jedynie w przypadku genisteiny (rysunek 18), natomiast oderwanie fragmentu o masie 15 Da obserwowano dla izoramnetyny, która również traci cząstki o

Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx103

BPC

Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx103

BPC

Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx103Intensywność, cpsx103

BPC

Rysunek 18. Chromatogramy zarejestrowane przy traconych fragmentach obojętnych w trybie monitorowania jonów tracących fragmenty obojętne o stałej masie

Rysunek 19. Chromatogramy zarejestrowane w trybie monitorowania utraty fragmentów obojętnych o stałej masie: a) chromatogram pików głównych oraz (b-e) chromatogramy odtworzone dla traconych fragmentów o masach 15, 150, 164 i 208 Da.

Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102

A

Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102Intensywność, cpsx102

A

Fragmentacje wybranych flawonoidów obserwowano również w trybie monitrowania reakcji metastabilnych (MRM). Optymalne napięcie fragmentatora dla jonów macierzystych, jak i wartości m/z obserwowanych jonów potomnych i odpowiadające im energie kolizji określono za pomocą programu Mass Hunter Optimizer. W tym celu próbkę wprowadzono do spektrometru mas w sposób bezpośredni, z pominięciem etapu rozdzielania. Korzystając z czterech pomiarów program dobrał kolejno: optymalne napięcie fragmentatora dla wskazanych jonów macierzystych, najbardziej intensywne jony potomne i ustalił dla nich optymalną energię kolizji.

Rysunek 20. Chromatogramy zarejestrowane w trybie monitorowania reakcji metastabilnych (MRM)

Analizy prowadzono również w trybie dynamicznym MRM, gdzie rejestracja poszczególnych jonów następowała w ściśle określonych przedziałach czasowych ustalonych na podstawie czasów retencji związków, przez co nie obserwowano zmniejszenia się czułości.

Określono czułości analizy na przykładzie badanych związków, w tym celu wyznaczono wartości stosunku sygnału do szumu (S/N) pików obecnych na chromatogramach utworzonych dla poszczególnych jonów (tabela 7).

Tabela 7. Dane liczbowe (S/N) dla wybranych trybów monitorowania

Jon, m/z SCN SIM MRM

315 (→ 300)* 44,1 48,2 58,2

301 (→ 107)* 23,5 26,6 55,2

285 (→ 163)* 23,7 43,5 49,1

269 (→ 133)* 38,7 41,0 42,9

* reakcje następcze w trybie MRM 0

1 2

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 min

Intensywność, cpsx104

0 1 2

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 min

Intensywność, cpsx104

5. Wnioski

Zastosowanie układu łączącego wysokosprawną chromatografię cieczową z tandemową spektrometrią mas z jonizacją poprzez elektrorozpraszanie (HPLC–ESI QqQ MS) umożliwia rozdzielanie i identyfikację wybranych związków z grupy flawonoidów. Rejestracja danych z użyciem różnych trybów monitorowania jonów dostarcza istotnych informacji na temat ich struktury. Na podstawie wartości m/z jonów pseudocząsteczkowych obserwowanych w trybie skanowania pełnego zakresu mas można określić nominalne masy cząsteczkowe poszczególnych flawonoidów, podczas gdy rejestracja sygnałów powstających w wyniku fragmentacji pozwala przybliżyć budowę związków. Najwięcej informacji na ten temat dostarczają widma mas jonów potomnych, swoiste dla każdej substancji. Chromatogramy odtworzone dla tych jonów, podobnie jak w trybie monitorowania jonów macierzystych wskazują, które ze związków rozpadają się z utworzeniem podobnych fragmentów strukturalnych, a co za tym idzie wykazują wspólne elementy budowy. Dodatkowo, obecność charakterystycznych podstawników, takich jak –OCH3, można stwierdzić w oparciu o informacje otrzymane w trybie monitorowania utraty fragmentów obojętnych. Tak więc wszystkie omówione tryby umożliwiają przeprowadzanie analizy jakościowej i mogą być pomocne w ustaleniu budowy nieznanych związków.

Tryb monitorowania wybranych jonów (SIM) oraz tryby monitorowania wybranych reakcji metastabilnych (MRM i dMRM), z uwagi na lepszą czułość, służą analizie ilościowej, jednak obserwowane w nich jony i parametry przeprowadzonej fragmentacji muszą być dobierane indywidualnie dla każdego związku na podstawie analizy jakościowej.

Literatura:

1. Miller E., Malinowska K., Gałęcka E., Mrowiska M., Kędziora J.: Rola flawonoidów jako przeciwutleniaczy w organizmie człowieka, Pol. Merk. Lek., 2008, XXIV, 144, 556 – 560.

2. Malińska D., Kiersztan A.: Flavonoids- characteristics and significance for therapy.

Postępy Biotechnologii, 2004, 50, 182 – 195.

3. Marais J.P, Deavours B., Dixon R.A., Ferreira D.: The stereochemistry of flavonoids, Springer Science, New York 2006.

4. Grajko W.: Przeciwutleniacze w żywności. Aspekty zdrowotne, technologiczne, molekularne i analityczne, Wydawnictwo Naukowo- Techniczne, Warszawa 2007, 143.

5. Wilczyńska A., Przybyłowski P.: Charakterystyka związków fenylowych zawartych w miodach, Akademia Morska w Gdyni 2009, 33 – 38.

6. Muth D., Kachlicki P.: Methods of flavonoids’ analysis in plant material, Biotechnologia, 2009, 85, 65 – 80.

7. Jasiński M., Mazurkiewicz E., Rodziewicz P.: Flavonoids’ structure, properties and particular function for legume plants, Biotechnologia, 2009, 85, 81 – 94.

8. Hodek P., Trefil P., Stiborova M.: Flavonoids- potent and versatile biologically

active compounds interacting with cytochromes P450, Chemico-Biological Interactions, 2002, 139 – 152.

9. Ross J.A., Kasum C.M.: Dietary flavonoids: bioavailability, metabolic effects, and safety, Annu Rev Nutr, 2002, 22, 19 – 34.

10. Uniwersytet Gdański, Wydział Chemii, Katedra Analizy Środowiska: Chromatografia gazowa (GC), Gdańsk 2007, 2 – 16.

11. Witkiewicz Z., Kałużna-Czaplicka J.: Podstawy chromatografii i technik elektromigracyjnych, Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa, 2011.

12. Muth D., Kachlicki P., Stobiecki M.: Spektrometria mas- możliwości wykorzystania w badaniach metabolomu roślinnego, Biotechnologia, 2007, 76, 156 – 175.

13. Andersen M., Markham R.: Flavonoids, CRC Press Taylor& Francis Group, 2006.

14. Głuch I., Balcerzak M.: Chemia Analityczna, Oficyna Wydawnicza Politechniki Warszawskiej, Warszawa, 2007.

15. Machowski M., Kaliszewska D., Kiss A.: Chromatograficzne metody izolacji i identyfikacji flawonoidów i saponin, Biuletyn Wydziału Farmacji WUM, 2010, 4, 27 – 37.

16. Płaziak A.S.: Spektrometria masowa związków organicznych, Wydawnictwo Naukowe UAM, 1997.

17. Sang H. S., Lee J. H., Song J.: Electrospray ionization-tandem mass profiles for the identification of common clinical isolates of mycobacterial species, Journal of Microbiological Methods, 2008, 77,165 – 177.

18. Informacje aplikacyjne na www.chem.agilent.com

19. Hoffmann E., Charette J., Stroobant V.: Spektrometria mas, Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa, 1998.

20. Tszyrsznic W., Stańczyk D., Pokrywka A., Kwiatkowska D.: Identyfikacja diurektów w moczu techniką ultrasprawnej chromatografii cieczowej połączonej z tandemową spektrometrią mas, Wiadomości chemiczne, 2010, 64, 319 – 333.

21. Stolarczyk E.U, The newest developments in impurity profiling by mass spectrometry, Przemysł Chemiczny, 2007, 86, 800 – 803.

22. Rudzki P.J., Kobylińska K.: The use of the LC-MS-MS technique for the determination of drugs in biological fluids, Przemysł Chemiczny, 2006, 85, 360 – 362.

23. Johnstone. R.A.W., Rose M.E.: Spektrometria mas, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2001.

24. Luis A. B., Gallo B., Vicente F.: A general analytical strategy for the characterization of phenolic compounds in fruit juices by high-performance liquid chromatography with diode array detection coupled to electrospray ionization and triple quadrupole mass spectrometry,Journal of Chromatography A, 2009, 1216, 5398 – 5415.

25. Lhuillier A., Fabre N., Moyano F., Martins N., Claparols C., Moulis C.: Comparison of flavonoid profiles of Agauria salicifolia by liquid chromatography-UV diode array detection – electrospray ionization mass spectrometry, Journal of Chromatography A, 2007, 1160, 13 – 20.

26. Teunissen S.F., Rosing H., Koornstra R.H.T., Linn S.C., Schellens J.H.M.: Development and validation of a quantitative assay for the analysis of tamoxifen with its four main metabolites and the flavonoids daidzein, genistein and glycitein in human serum using liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry, Journal of Chromatography B, 2009, 877, 2519 – 2529.

27. Zhang J., Yang J., Duan J., Liang Z.: Quantitative and qualitative analysis of flavonoids of Adinandra nitida by high performance liquid chromatography with UV and electrospray ionization tandem mass spectrometry detection, Analytica Chimica Acta, 2005, 532 , 97 – 104.

28. Teunissen S.F., Rosing H., Koornstra R.H.T., Linn S.C., Schellens J.H.M.: Delevopment and validation of a quantitative assay for the analysis of tamoxifen with its four four main metabolites and the flavonoids daidzein, genistein and glycitein in human serum using liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry, Journal of Chromatography B, 2009, 877, 2519 – 2529.

29. Shi P., He Q., Song Y.: Characterization and identification of isomeric flavonoid O- diglicosides from genus Citrus in negative electrospray ionization by ion trap mass spectrometry and time of flight mass spectrometry, Analytica Chimica Acta, 2007, 598, 110 – 118.

30. Kazuno S., Yanagida M., Shinto N., Murayama K: Mass spectrometric identification and qualification of glycosyl flavonoids, including dihydrochalcones with neutral loss scan mode, Analytical Biochemistry, 2005, 347, 182 – 192.

31. Qiao S., Zhang C., Yang W., Wang C.: Simultaneous quantification of flavonoids and phenolic acids in Herba Scutellariae barbatae and its confused plants by high performance liquid chromatographytandem mass spectrometry, Food Chemistry, 2011, 129, 1297 – 1304.

32. Debug X., Gao G., Zheng S., Li F.: Qualitative and quantitative analysis of flavonoids in the leaves of Isatis indigatica Fort. by ultra-performance liquid chromatography with PDA and electrospray ionization tandem mass spectrometry detection, Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2008, 48, 562 – 567.

Streszczenie

Spektrometria mas (MS) jest uniwersalną techniką analityczną, w której podstawą pomiaru jest stosunek masy do ładunku jonu (m/z). Jest powszechnie wykorzystywana w różnorodnych dziedzinach, np. ochronie środowiska, kontroli antydopingowej, narkotykowej, farmakologii czy diagnostyce medycznej. Technika ta może być łączona z różnymi technikami chromatograficznymi dzięki zastosowaniu odpowiedniego sposobu jonizacji próbki.

Badania prowadzono z zastosowaniem wysokosprawnej chromatografii cieczowej połączonej z tandemowym spektrometrem mas z jonizacją poprzez elektrorozpraszanie (HPLC–ESI MS/MS) w celu rozdzielania wybranych flawonoidów (fizetyny, izoramnetyny, kwercetyny oraz genisteiny). Chromatogramy i widma mas rejestrowano w różnych trybach pracy detektora, co pozwoliło porównać dostarczane przez nie informacje strukturalne. Na podstawie wartości m/z jonów pseudocząsteczkowych obserwowanych w trybie skanowania pełnego zakresu mas określano nominalne masy cząsteczkowe poszczególnych flawonoidów, podczas gdy rejestracja sygnałów powstających w wyniku fragmentacji pozwoliła przybliżyć budowę związków. Najwięcej informacji na ten temat dostarczyły widma mas jonów potomnych, swoiste dla każdej substancji. Chromatogramy odtworzone dla tych jonów, wskazywały, które ze związków rozpadają się z utworzeniem podobnych fragmentów strukturalnych, a co za tym idzie wykazują wspólne elementy budowy, podobnie jak to miało miejsce w trybie monitorowania jonów macierzystych. Dodatkowo w oparciu o informacje otrzymane w trybie monitorowania utraty fragmentów obojętnych w cząsteczce izoramnetyny stwierdzono obecność charakterystycznego podstawnika OCH_3. Omówione tryby umożliwiają przeprowadzanie analizy jakościowej i mogą być pomocne w ustaleniu budowy nieznanych związków, w szczególności należących do jednej grupy związków, podczas gdy zastosowanie trybów monitorowania wybranych jonów (SIM) bądź reakcji następczych (MRM) prowadzonych dla dokładnie określonych jonów podnosi czułość analizy w stosunku do trybu przemiatania pełnego zakresu jonów.

W dokumencie API Atmospheric Pressure Ionization jonizacja pod ciśnieniem atmosferycznym APCI Atmospheric Pressure Chemical jonizacja chemiczna pod ciśnieniem (Stron 19-0)