Badania skuteczności dezynfekcji powietrza metodą ozonowania oraz promieniowaniem UV-C, zastosowanych w urządzeniu Sterylis®

© Evereth Publishing, 2021. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1):1–10 © Evereth Publishing, 2021. ANNA RÓŻAŃSKA1 | AGNIESZKA CHMIELARCZYK1 | ZUZANNA TOKARZ1 | MONIKA POMORSKA-WESOŁOWSKA2 | AGNIESZKA GNIADEK3 | MIŁOSZ WŁODARCZYK4 | ŁUKASZ KOŁASZEWSKI4 | MARCIN KOWACZ4. BADANIA SKUTECZNOŚCI DEZYNFEKCJI POWIETRZA METODĄ OZONOWANIA ORAZ PROMIENIOWANIEM UV-C, ZASTOSOWANYCH W URZĄDZENIU STERYLIS® STUDIES ON THE EFFECTIVENESS OF AIR DISINFECTION BY OZONE TREATMENT AND UV-C RADIATION USED IN THE STERYLIS® DEVICE. PRACA ORYGINALNA. ORCID*: 0000-0002-6855-1357 | 0000-0002-0814-8638 | 0000-0002-2958-4412 | 0000-0002-8954-288X | 0000-0003-4179-6730 | 0000-0002-7657-5690 | 0000-0002-7204-9722 | 0000-0003-4978-1672. 1 Katedra Mikrobiologii Collegium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie. 2 Korlab Laboratoria Medyczne w Rudzie Śląskiej. 3 Instytut Pielęgniarstwa i Położnictwa Wydziału Nauk o Zdrowiu Collegium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie. 4 Miloo-Electronics Sp. z o.o. w Nowym Wiśniczu. ANNA RÓŻAŃSKA Zakład Kontroli Zakażeń i Mykologii, Katedra Mikrobiologii Collegium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie, ul. Czysta 18, 31-121 Kraków, e-mail: a.rozanska@uj.edu.pl. Wpłynęło: 14.02.2021 Zaakceptowano: 25.02.2021 DOI: dx.doi.org/10.15374/FZ2021006 *według kolejności na liście Autorów. STRESZCZENIE: Wszechobecnymi zanieczyszczeniami powietrza wewnątrz budynków są bioaerozole, stanowiące mieszaninę różnych cząstek, w tym materiałów biologicznych, takich jak: wirusy, pierwotniaki, komórki bakteryjne, zarodniki grzybów, fragmenty grzybni, a także endotoksyny, enterotoksyny, mykotoksyny. Szczególne ryzyko dla zdrowia ludzi, personelu i pacjentów może stwarzać kontaminacja drobnoustrojowa powietrza pomiesz- czeń w oddziałach szpitalnych. W przypadku szpitali standardy EU-WHO wskazują warto- ści graniczne, zróżnicowane w zależności od rodzaju pomieszczenia. Dla sal operacyjnych ortopedycznych i kardiochirurgicznych, oddziałów przeszczepiania szpiku i oparzeniowych koncentracja bakterii w powietrzu nie powinna przekraczać 10 CFU/m3, dla innych sal operacyjnych, oddziałów ratunkowych, sal przedoperacyjnych, korytarzy na bloku operacyjnym, pediatrycznych OIT, chirurgicznych oraz mieszanych OIT – 50 CFU/m3, a dla kardiologicznych OIT, oddziałów położniczych z traktem porodowym, pozostałych oddziałów, radiologii, po- mieszczeń pomocniczych, sal badań, kuchni i pralni – 200 CFU/m3. Rozwiązaniem, pozwala- jącym minimalizować liczbę bakterii i grzybów w powietrzu np. sal operacyjnych, może być zastosowanie systemów dodatniego ciśnienia – wyższego w sali niż poza nią. Zachowaniu czystości powietrza sprzyja też instalacja drzwi przesuwnych, ponieważ w pomieszczeniach z drzwiami uchylnymi mieszanie się powietrza przy wejściu jest o wiele intensywniejsze. Częste wietrzenie pomieszczeń sal chorych i innych także sprzyja utrzymaniu liczby i skła- du drobnoustrojów w bezpiecznych granicach. Jednak coraz częściej w pomieszczeniach szpitalnych stosowane są bezdotykowe urządzenia do dekontaminacji, stanowiące z jednej strony uzupełnienie standardowego czyszczenia i dezynfekcji, a jednocześnie umożliwiające usuwanie drobnoustrojów z powietrza. Celem niniejszego badania była ocena skuteczno- ści redukcji liczby bakterii i grzybów z powietrza dla dwóch różnych metod dezynfekcji, tj. ozonowania oraz promieniowania UV-C w metodzie przepływowej, w warunkach rzeczywistych. Badania prowadzono w trzech różnych pomieszczeniach. Do oznaczenia liczby bakterii i grzybów wykorzystano metodę hodowlaną na podłożach wzrostowych, na których zbierano objętość powietrza równą 200 l, z wykorzystaniem metody zderzeniowej stosowa- nej w urządzeniu MAS-100. W celu identyfikacji gatunkowej wyhodowanych drobnoustro- jów wykorzystano metodę MALDI-TOF. Średnia liczba CFU bakterii w 200 l powietrza, przed zastosowaniem dezynfekcji metodą ozonowania lub UV-C, wyniosła 55 w pomieszczeniu nr 1, 62 w pomieszczeniu nr 2 oraz 100 w pomieszczeniu nr 3. Średnia liczba CFU grzybów (wyhodowanych na podłożu Sabourauda) przed procesem dezynfekcji w pomieszczeniach nr 1, 2 oraz 3 wyniosła odpowiednio 4, 22 oraz 7. W pomieszczeniach nr 1 oraz nr 2 do dezynfekcji powietrza zastosowano metodę ozonowania, dzięki której uzyskano odpowiednio 89% i 90% redukcję CFU bakterii oraz 100% i 73% redukcji CFU grzybów. Skuteczność dezynfekcji. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 2 © Evereth Publishing, 2021. metodą przepływową UV-C sprawdzono dla dwóch czasów ekspozycji, tj. 3,5 godziny oraz 8 godzin (czas dezynfekcji, po którym pobierano próbki powietrza). W przypadku bakterii po 3,5 godzinie działania urządzenia stwierdzono 52% redukcję CFU, a po 8 godzinach – 95%. W przypadku grzybów stopień redukcji wyniósł dla obu czasów po 86%. Uzyskane wyniki potwierdzają skuteczność badanych metod dezynfekcji. Metoda ozonowania może być stosowana tylko w pustych pomieszczeniach, a metoda UV-C w wersji przepływowej może mieć zastosowanie także w salach, w których przebywają chorzy i personel. Rozwiązania te są warte rozważenia w praktyce ochrony zdrowia.. SŁOWA KLUCZOWE: bioaerozol, dezynfekcja, ozonowanie, środowisko szpitalne, UV-C. ABSTRACT: Bioaerosols are ubiquitous indoor air pollutants which are mixtures of vario- us particles, including biological materials such as viruses, protozoa, bacterial cells, fungal spores, mycelial fragments, as well as endotoxins, enterotoxins, and mycotoxins. Microbial contamination of the air in hospital rooms may pose a particular risk to human health in both staff and patients. In the case of hospitals, EU-WHO standards specify contamination threshold values, which vary according to the type of room. Thus, for orthopedic and cardiac surgery operating rooms, bone marrow transplantation units and burn units, the concen- tration of bacteria in the air should not exceed 10 CFU/m3; for other operating rooms, emer- gency wards, pre-operation rooms, corridors in the operating suite, pediatric ICUs, surgical and mixed ICUs – 50 CFU/m3, and for cardiology ICUs, maternity wards with delivery room, other wards, radiology, ancillary rooms, examination rooms, kitchens and laundry rooms – 200 CFU/m3. A solution to minimize the number of bacteria and fungi in the air of, for example, operating rooms may be the use of positive pressure systems – generating higher pressure in the room than outside it. Installing sliding doors also helps to keep the air cle- an, because in rooms with hinged doors air mixing at the entrance is much more intense. Frequent ventilation of patient rooms and other rooms also helps to keep the number and composition of microorganisms within safe limits. However, non-contact decontamination devices are increasingly being used in hospital rooms as a complement to standard cle- aning and disinfection on the one hand, and as a means of removing microorganisms from the air on the other. The aim of this study was to evaluate the effectiveness of reducing the number of bacteria and fungi from the air for two different disinfection methods, i.e., ozonation and UV-C radiation in a flow-through method, under actual conditions. The study was conducted in three different rooms. To determine the number of bacteria and fungi, the culture method was used on growth media where the equivalent volume of 200 L of air was collected using the collision method applied in the MAS-100 device. The MALDI-TOF method was used to identify the species of cultured microorganisms. The average number of CFU of bacteria in 200 L of air before disinfection by ozonation or UV-C was 55 in room no. 1, 62 in room no. 2 and 100 in room no. 3. The mean number of CFU of fungi (grown on Sabouraud medium) before disinfection in rooms 1, 2 and 3 was 4, 22 and 7, respectively. Ozone disinfection was used in rooms 1 and 2, resulting in 89% and 90% reduction in CFU of bacteria and 100% and 73% reduction in CFU of fungi, respectively. The disinfection efficiency of the UV-C flow-through method was verified for two exposure times, i.e., 3.5 h and 8 h (the duration of disinfection, after which air samples were collected). In the case of bacteria, a 52% reduction in CFU was observed after 3.5 h of exposure, and a 95% reduction after 8 h. In the case of fungi, the reduction rate was 86% for both times. The obtained results confirm the effectiveness of the tested disinfection methods. The ozone method can be used only in empty rooms, while the UV-C method in the flow-through ver- sion can also be applied in rooms where patients and staff are present. These are solutions worth implementing in health care practice.. KEY WORDS: bioaerosols, disinfection, hospital environment, ozonisation, UV-C. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 3© Evereth Publishing, 2021. WSTĘP. Dorosły człowiek spędza w zamkniętych pomieszczeniach około 87–90% czasu w ciągu doby, w tym około 25% w pracy, a dodatkowo około 6% czasu w środkach transportu [12]. Koncentracja zanieczyszczeń powietrza jest znacznie większa w pomieszczeniach wewnętrznych niż w środowisku zewnętrznym. Wszechobecnymi zanieczyszczeniami powietrza wewnątrz budynków są bioaerozole stanowiące mieszaninę różnych cząstek, w tym materiałów biologicznych, takich jak: wirusy, pierwotniaki, komórki bakteryjne, zarodniki grzybów, fragmenty grzybni, a także endotoksyny, enterotoksyny, mykotoksyny [7]. W bioaerozolu pomieszczeń można znaleźć także: pyłki kwiatowe, szczątki roślin, łupież zwierzęcy, fragmenty złuszczającego się naskórka ludzi i zwierząt. Drobnoustroje obecne w bioaerozolu w pomieszczeniach mogą występować w postaci układów zawierających fazę rozpraszającą (powietrze) oraz fazę rozproszoną w postaci drobnych cząsteczek cieczy czy kurzu. Wymiary cząsteczek bioaerozolu mieszczą się zazwyczaj w przedziale 0,3–100 μm, a wymiary pojedynczych komórek bakteryjnych wy- noszą 0,5–2,0 μm; zarodniki grzybów pleśniowych są zwykle większe – 2,5–3,0 μm, grzyby z rodzaju Aspergillus – 3,0–5,0 μm, w tym Aspergillus niger – 3,0–4,5 μm, Penicillium brevicompactum – 7–17 μm, Cladosporium macrocarpum – 5–8 μm, Epiccocum nigrum – 15,0–25 μm i Trichoderma harzianum – 2,8–3,2 μm [2, 20]. Bakterie i grzyby mogą powodować m.in.: astmę, katar sienny, zapalenie oskrzeli, chroniczną niewydolność płuc, raka płuc, choroby układu sercowo-naczyniowego, nieżyty przewodu pokarmowego, mykobakteriozy, reakcje alergiczne, a także zapalenie za- tok i spojówek [11, 13]. Także endotoksyny i mykotoksyny obecne w bioaerozolach odgrywają znaczącą rolę w reak- cjach zapalnych i przyczyniają się do pogorszenia funkcjonowania płuc oraz wywoływania innych infekcji. Ponad 80 rodzajów grzybów może powodować objawy alergii dróg oddechowych, a nawet ciężkie infekcje ludzi i zwierząt oraz choroby roślin. Są to głównie: Cladosporium, Alter- naria, Aspergillus i Fusarium [16]. Alergie wywoływane przez bioaerozole są przyczyną reakcji immunologicz- nych. Zarodniki grzybów pleśniowych z rodzaju Asper- gillus, często wchodzącego w skład bioaerozoli, wywołują aspergilozę głównie u osób z obniżoną odpornością. Na- tomiast bakteria Legionella pneumophila jest przyczyną legionellozy. Stężenie mikroorganizmów w powietrzu determinują liczne biotyczne i abiotyczne czynniki. Bio- tyczne (biologiczne) czynniki to przede wszystkim liczba i stan zdrowia osób przebywających w pomieszczeniu. Podczas kichania człowiek wydziela około 40 000 kropelek z prędkością 100 m/s [26]. Większe kropelki szybko osia- dają na powierzchniach, natomiast mniejsze odparowują,. zmieniając się w cząsteczki o wymiarach 1–5 μm, mogące pozostawać w powietrzu przez długi czas. Ich niewielkie rozmiary ułatwiają wniknięcie do układu oddechowego człowieka. Na skład, jakościowy i ilościowy, mikroorga- nizmów w powietrzu wpływają także abiotyczne czynniki, takie jak: rodzaj wentylacji i związany z tym ruch powietrza, temperatura, wilgotność pomieszczeń, a nawet rodzaj materiałów, z których wykonane są ubrania ludzi przeby- wających w pomieszczeniach czy elementy wyposażenia tych pomieszczeń. Czynnik runa, czyli sumaryczna liczba dywanów, zasłon i materiałów wykończeniowych mebli w stosunku do objętości pomieszczeń oraz czynniki pó- łek (przestrzeń zajęta przez otwarte półki w stosunku do objętości pomieszczeń) istotnie korelują z objawami cho- robowymi zespołu chorego budynku [11]. W Polsce brak jest ściśle określonych regulacji dotyczących dopuszczalnej liczby bakterii i grzybów w powietrzu pomieszczeń mieszkalnych, ale propozycje Zespołu Ekspertów ds. Czynników Biologicznych Międzyresortowej Komisji Najwyższych Do- puszczalnych Stężeń i Natężeń Czynników Szkodliwych dla Zdrowia w Środowisku Pracy (NDS i NDN) wskazują warto- ści graniczne dla bakterii mezofilnych na poziomie do 5000 CFU/m3, dla bakterii Gram-ujemnych oraz dla termofilnych promieniowców do 200 CFU/m3, a dla grzybów do 5000 CFU/m3 [13]. Pastuszka i wsp. w mieszkaniach w Polsce wykazali obecność 1000 CFU/m3 bakterii, w tym głównie Staphylococcus epidermidis i mikrokoków, oraz 60–800 CFU/m3 grzybów, w tym głównie Cladosporium cladospo- rioides oraz Penicillium [24]. Sessa i in. w mieszkaniach w Rzymie stwierdzili znacznie mniejszą koncentrację bakterii i grzybów, wahającą się odpowiednio w zakresie 66–182 CFU/m3 oraz 102–297 CFU/m3 [28]. Wartości podobne do tych raportowanych przez Pastuszkę dla polskich mieszkań odnotowali także Toumajnen w Finlandii oraz Hargeaves i wsp. w Australii [11, 14].. Równie ważna jak w mieszkaniach jest jakość powietrza w pracy, gdzie człowiek spędza nawet ponad 8 godzin dziennie. Badania dotyczące kontaminacji powietrza róż- nego rodzaju pomieszczeń wykazują zróżnicowanie bakterii i grzybów – zarówno jeśli chodzi o skład ilościowy, jak i jakościowy – w zależności od pory roku i charakteru po- mieszczeń (szpitale, inne jednostki użyteczności publicznej, w szczególności szkoły, przedszkola, akademiki, hale pro- dukcji różnych gałęzi przemysłu) [4, 5, 18]. Szczególnego rodzaju pomieszczeniami są pomieszczenia w szpitalach, z jednej strony będące środowiskiem pracy zatrudnione- go w nich personelu, a z drugiej strony miejscem ciągłego, w określonym przedziale czasu, pobytu pacjentów. Problem kontaminacji środowiska szpitalnego, w tym szczególnie kontaminacji chorobotwórczymi grzybami, był przedmio- tem szeregu badań realizowanych w polskich oddziałach szpitalnych [8–10].. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 4 © Evereth Publishing, 2021. W przypadku szpitali standardy EU-WHO wskazują wartości graniczne zróżnicowane w zależności od rodzaju pomieszczenia. I tak dla sal operacyjnych ortopedycznych i kardiochirurgicznych, oddziałów przeszczepiania szpiku i oparzeniowych koncentracja bakterii w powietrzu nie powinna przekraczać 10 CFU/m3; dla innych sal operacyjnych, oddziałów ratunkowych, sal przedoperacyjnych, korytarzy na bloku operacyjnym, pediatrycznych OIT, chirurgicznych oraz mieszanych OIT – 50 CFU/m3; a dla kardiologicznych OIT, oddziałów położniczych z traktem porodowym, pozostałych oddziałów, radiologii, po- mieszczeń pomocniczych, sal badań, kuchni i pralni – 200 CFU/m3 [23].. Kontrola mikrobiologiczna w tym zakresie w szpitalach jest zalecana w określonych sytuacjach, takich jak docho- dzenia epidemiologiczne w przypadku zakażeń szpitalnych i ognisk epidemicznych, identyfikacja niebezpiecznych pro- cedur i potwierdzenie usunięcia zagrożenia czy okresowa kontrola jako miernik jakości kontroli zakażeń, na przykład powietrza sal operacyjnych, zgodnie z rekomendacjami Ministerstwa Zdrowia – Wytyczne projektowania, wykona- nia, odbioru i eksploatacji systemów wentylacji i klimaty- zacji dla podmiotów wykonujących działalność leczniczą. W przypadku zakażeń szpitalnych z transmisją drogą po- wietrzną może być związanych nawet 10% zakażeń, w tym o etiologii MRSA (ang. methicillin-resistant Staphylococ- cus aureus), Acinetobacter czy Aspergillus, a liczba zakażeń miejsca operowanego (ZMO) w ortopedii implantacyjnej korelowała z liczbą bakterii w powietrzu [25].. Rozwiązaniem pozwalającym minimalizować liczbę bakterii i grzybów w powietrzu np. sal operacyjnych może być zastosowanie systemów dodatniego ciśnienia – wyż- szego w sali niż poza nią. Dzięki temu przy otwieraniu drzwi powietrze w naturalny sposób – dążąc do wyrów- nania ciśnienia – wydostaje się na zewnątrz, ograniczając przenikanie do środka np. kurzu czy bakterii. Zachowaniu czystości powietrza sprzyja też instalacja drzwi przesuwnych, ponieważ w pomieszczeniach z drzwiami uchylnymi mieszanie się powietrza przy wejściu jest o wiele intensywniejsze.. Jednak coraz częściej w pomieszczeniach szpitalnych stosowane są bezdotykowe urządzenia do dekontaminacji, stanowiące z jednej strony uzupełnienie standardowego czyszczenia i dezynfekcji, a jednocześnie umożliwiające usuwanie drobnoustrojów z powietrza [30]. Najczęściej stosowane urządzenia wykorzystują promieniowanie ul- trafioletowe UV-C (długość fali między 200 a 290 nm), w tym bezpośrednie i przepływowe, pary lub aerozol nad- tlenku wodoru, aerozol kwasu nadoctowego oraz dwu- tlenku chloru. Podobne zastosowanie ma też ozon, który stosowany jest także do dezynfekcji żywności czy wody. W przypadku promieniowania UV-C większość urządzeń. do dezynfekcji pomieszczeń wykorzystuje promieniowanie o długości fali w zakresie 200–270 nm. Stosowane są również urządzenia wykorzystujące pulsacyjne promieniowanie ksenonowe, które wytwarza światło UV w zakresie od 200 do 320 nm. Skuteczność promieniowania UV w dezynfekcji zależy odczynników, takich jak: odległości od urządzenia, czas ekspozycji, wysokość pomieszczenia, jego kształt, wielkość, współczynnik odbicia powierzchni (ścian) w pomieszczeniu, wilgotność, stopień zapylenia oraz rodzaj drobnoustrojów.. Celem niniejszego badania była ocena skuteczności redukcji liczby bakterii i grzybów z powietrza dla dwóch różnych metod dezynfekcji, tj. ozonowania oraz promieniowania UV-C w metodzie przepływowej, w warunkach rzeczywistych.. MATERIAŁ I METODY. Dezynfekcję pomieszczeń przeprowadzono dwiema metodami: metodą ozonowania i przepływowego UV-C z wykorzystaniem urządzenia Sterylis®. W urządzeniu Sterylis® znajdująca się pomiędzy filtrami bateria wyso- kowydajnych lamp UV emituje w kanale sterylizacyjnym wysokie natężenie promieniowania UV-C o długości fali 253,7 nm. Dzięki specjalnie skonstruowanej z materiałów odbijających promieniowanie, zamkniętej konstrukcji kanału dezynfekcyjnego, emitowane wysokoenergetycz- ne źródło promieniowania UV-C efektywnie emituje wymaganą skuteczną dawkę promieniowania (J/m2), nie- wychodzącą poza wnętrze urządzenia, co pozwala na bezpieczną pracę urządzenia w tym trybie w pomieszczeniach, w których przebywają ludzie. Inaczej sytuacja wygląda w trybie pracy z produkowaniem ozonu. Ozon wytwarzany jest przez urządzenie in situ z powietrza at- mosferycznego. Ze względu na wysokie stężenie genero- wanego ozonu podczas dezynfekcji w pomieszczeniu nie mogą przebywać ludzie. Urządzenie w trybie dezynfekcji przepływowej UV-C może pracować w sposób ciągły, w przedziale czasu dostosowanym do potrzeb i możli- wości. W niniejszym badaniu oceniano stopień redukcji bakterii i grzybów z powietrza po czasie 3,5 godziny oraz 8 godzin – praca urządzenia w pomieszczeniu, w którym przebywała jedna osoba.. Urządzenia Sterylis® pozwalają przeprowadzać zabieg ozonowania w trybie automatycznym lub manualnym. W trybie automatycznym cały proces ozonowania nadzorowany jest przez sterownik, a skuteczne przeprowadzenie dezynfekcji nie wymaga od operatora specjalistycznej wiedzy związanej z tą metodą. Sterownik odpowiada za- równo za bezpieczeństwo, jak i za skuteczność procesu, m.in. na podstawie osiągniętego stężenia ozonu dobiera. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 5© Evereth Publishing, 2021. automatycznie moc generatora ozonu i czas dezynfekcji tak, by proces był skuteczny. Po zakończeniu dezynfekcji automatycznie uruchamiany jest destruktor ozonu, a po osiągnięciu bezpiecznego stężenia urządzenie informu- je operatora o zakończeniu procesu. W trybie automatycznym urządzenia Sterylis® standardowo dezynfekują pomieszczenia, osiągając i utrzymując stężenie 7 ppm ozonu. W sytuacji, gdy urządzenie umieszczone zostanie w pomieszczeniu o kubaturze przekraczającej zalecaną dla danego modelu sterylizatora i nie jest w stanie wytworzyć zadanego stężenia 7 ppm ozonu, sterownik sprawdza za pomocą zintegrowanego czujnika, jakie stężenie zostało rzeczywiście osiągnięte. Jeśli pomiary wskazują, że na- dal może to być stężenie skuteczne dla dezynfekcji, odpowiednio wylicza wydłużony czas trwania procesu, tak by w dezynfekowanym pomieszczeniu uzyskać skuteczną dawkę (ppm/godzinę). Gdy jednak z pomiarów wynika, że podczas procesu z różnych względów nie udało się osią- gnąć zadowalającego stężenia ozonu, tak by możliwe było skuteczne przeprowadzenie dezynfekcji, proces zostaje przerwany, destruktor ozonu usuwa wytworzony gaz i na sterowniku pojawia się stosowny komunikat informujący użytkownika, że proces dezynfekcji nie był skuteczny i zo- stał przerwany. Tryb pracy manualny przeznaczony jest dla profesjonalnych użytkowników, posiadających wiedzę z zakresu skutecznego prowadzenia procesów dezynfek- cyjnych. W trybie tym użytkownik może zaprogramować własne parametry przebiegu procesu, w tym stężenie i wy- magany czas trwania. Sam proces natomiast po inicjacji również jest nadzorowany i kończony przez sterownik w podobny jak w trybie automatycznym sposób. W trybie tym proces też przebiega automatycznie – z tą różnicą, że użytkownik ma wpływ na dawkę (ppm/godzinę). W prze- prowadzonym badaniu skuteczności eliminacji bakterii i grzybów metodą ozonowania wykorzystany został auto- matyczny tryb pracy urządzenia.. Badania wykonano w dwóch różnych pomieszczeniach, jedno o kubaturze 42,5 m3, a drugie o kubaturze 91,56 m3. W trzecim pomieszczeniu, o kubaturze 50,7 m3, wykonano badania oceniające skuteczność eliminacji bakterii i grzybów z wykorzystaniem metody UV-C przepływowej. Ocena sku- teczności eliminacji obecnych w powietrzu bakterii i grzy- bów uwzględniała stopień redukcji tych drobnoustrojów po zastosowaniu każdej z metod dezynfekcji, w porównaniu do wyjściowej liczby CFU (ang. colony forming unit) określonej przed procesem dezynfekcji. Próbki powietrza w celu ilościo- wej oceny liczby CFU/m3 pobierano metodą zderzeniową z wykorzystaniem aparatu MAS-100, na trzy różne podłoża wzrostowe: agar TSA, agar krwawy oraz Sabourauda.. Próbki, każda o objętości 200 l, pobierano trzykrot- nie, za każdym razem na komplet trzech różnych pod- łoży wzrostowych, po czym ustalono średnią liczbę CFU. w przyjętej objętości, osobno dla bakterii i każdego rodzaju podłoża (TSA i agar krwawy) oraz osobno dla grzy- bów. Po pobraniu próbki powietrza płytki umieszczano w cieplarce w 37°C na około 18 godzin, następnie po wyjęciu z cieplarki przez około 24 godziny płytki pozo- stawały w temperaturze pokojowej. Zliczanie i izolacja kolonii bakteryjnych w celu identyfikacji gatunkowej wy- konywane były po około 48 godzinach od pobrania prób- ki powietrza. Wyhodowane kolonie bakterii i grzybów w pomieszczeniach nr 1 oraz nr 2 zostały zliczone oraz poddane identyfikacji gatunkowej z wykorzystaniem metody MALDI-TOF.. Kolonie grzybów identyfikowano fenotypowo z wykorzystaniem kluczy do identyfikacji [21, 33]. Przy pomocy przeźroczystej taśmy klejącej pobierano fragmenty grzybni, następnie nanoszono je na szkiełko podstawowe z nakro- pionym na nie roztworem błękitu metylenowego w lakto- fenolu. Preparaty oceniano pod mikroskopem świetlnym pod 100× i 400× powiększeniem. W przypadku trudności w identyfikacji przygotowywano mikrohodowle szkiełko- we. Szczepy słabo zarodnikujące pasażowano na podłoża Czapka-Doxa lub CYA.. W celu uzyskania oceny statystycznej istotności liczby drobnoustrojów przed i po procesie ozonowania wykorzystano test U Manna-Whitneya, a w przypadku oceny różnic w przypadku metody UV-C i trzech punktów czasowych – test Kruskalla-Wallisa. Obliczenia statystyczne wykonano z wykorzystaniem programu R (R Core Team). Badanie przeprowadzono w ramach projektu K/KDU/000656 Colle- gium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego, realizowane- go we współpracy z Miloo-Electronics Sp. z o.o.. WYNIKI. Średnia liczba CFU bakterii w 200 l powietrza, przed zastosowaniem dezynfekcji metodą ozonowania lub UV-C, wyniosła 55 w pomieszczeniu nr 1, 62 w pomieszczeniu nr 2 oraz 100 w pomieszczeniu nr 3. Średnia liczba CFU grzy- bów (wyhodowanych na podłożu Sabourauda) przed procesem dezynfekcji w pomieszczeniach nr 1, 2 oraz 3 wyniosła odpowiednio 4, 22 oraz 7. W pomieszczeniach nr 1 oraz nr 2 do dezynfekcji powietrza zastosowano metodę ozonowania, dzięki której uzyskano odpowiednio 89% i 90% reduk- cję CFU bakterii oraz 100% i 73% redukcji CFU grzybów i była to istotna statystycznie redukcja (p<0,001). Szcze- gółowe wyniki dotyczące liczby CFU bakterii i grzybów wyhodowanych z próbek powietrza w poszczególnych pomieszczeniach, przed i po procesie dezynfekcji metodą ozonowania przedstawiono w Tabeli 1 oraz na Ryc. 1. Skutecz- ność dezynfekcji metodą przepływową UV-C sprawdzono dla dwóch czasów ekspozycji, tj. 3,5 godziny oraz 8 godzin. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 6 © Evereth Publishing, 2021. Rodzaj podłoża Próbki pobrane przed procesem ozonowania Próbki pobrane po procesie ozonowania. Liczba kolonii ogółem n1, n2, n3. W tym liczba kolonii Micrococcus n1, n2, n3. W tym liczba kolonii grzybów n1, n2, n3. Liczba kolonii ogółem n1, n2, n3. W tym liczba kolonii Micrococcus n1, n2, n3. W tym liczba kolonii grzybów n1, n2, n3. Pomieszczenie nr 1. Agar krwawy 52, 57, 63 31, 25, 35 5, 6, 6 9, 4, 7 0, 0, 0 2, 1, 2. Średnia liczba kolonii na agarze krwawym. 57 30 6 7 0 2. Agar TSA 50, 39, 72 24, 18, 27 2, 3, 0 6, 4, 5 0, 0, 0 2, 3, 2. Średnia liczba kolonii na agarze TSA. 54 23 2 5 0 2. Średnia liczba kolonii na agarze krwawym oraz TSA. 55 27 4 6 0 2. % redukcji po procesie dezynfekcji nd nd nd 89% 100% 50%. Agar Sabourauda 3, 6, 3 0, 0, 0 3, 6, 3 0, 0, 1 0, 0, 0 0, 0, 1. Średnia 4 0 4 0 0 0. % redukcji liczby kolonii grzybów nd nd nd 100% nd 100%. Pomieszczenie nr 2. Agar krwawy 74, 64, 63 21, 28, 29 0, 1, 2 4, 8, 5 1, 1, 0 1, 0, 0. Średnia liczba kolonii na agarze krwawym. 67 26 1 6 1 0. Agar TSA 53, 72, 46 22, 25, 29 1, 2, 1 7, 2, 8 0, 0, 0 1, 0, 0. Średnia liczba kolonii na agarze TSA. 57 25 1 6 0 0. Średnia liczba kolonii na agarze krwawym oraz TSA. 62 25 1 6 1 0. % redukcji po procesie dezynfekcji nd nd nd 90% 96% 100%. Agar Sabourauda 29, 25, 11 0, 0, 0 1, 2, 1 14, 2, 2 0, 0, 0 14, 2, 2. Średnia 22 0 1 6 0 6. % redukcji liczby kolonii grzybów nd nd nd 73% nd 73%. Tabela 1. Skuteczność eliminacji bakterii i grzybów z powietrza w wyniku dezynfekcji metodą ozonowania z wykorzystaniem urządzenia Sterylis®.. nd – nie dotyczy; n1, n2, n3 – próbka nr 1, próbka nr 2, próbka nr 3.. (czas dezynfekcji, po którym pobierano próbki powietrza). W przypadku bakterii po 3,5 godzinie działania urządzenia stwierdzono 52% redukcję CFU, a po 8 godzinach – 95%. Poziom redukcji w krótszym czasie nie był statystycznie istotny, istotność stwierdzono dla 8 godzin (p=0,0006). W przypadku grzybów stopień redukcji wyniósł dla obu badanych okresów po 86%. Wyniki dotyczące skuteczności dezynfekcji z zastosowaniem metody przepływowej UV-C przedstawiono na Ryc. 2 oraz w Tabeli 2.. W próbkach powietrza pomieszczeń nr 1 oraz nr 2, oprócz oceny stopnia redukcji liczby CFU bakterii i grzybów w okre- ślonej objętości powietrza, wykonano także identyfikację ga- tunkową izolowanych kolonii bakterii i grzybów. W grupie zidentyfikowanych bakterii dominowały Gram-dodatnie laseczki oraz ziarenkowce, w tym prawie połowę stanowiły bakterie z rodzaju Micrococcus. Zidentyfikowano pojedyncze kolonie pałeczek Gram-ujemnych. Wśród grzybów zaob- serwowano niewielkie zróżnicowanie składu gatunkowego. Dominowały kserofilne pleśnie z rodzajów Aspergillus oraz Penicillium, a także powszechnie występująca w powietrzu. Alternaria alternata. Szczegółowe wyniki identyfikacji bakterii i grzybów wyhodowanych z próbek powietrza pomiesz- czeń nr 1 oraz nr 2 przedstawiono w Tabeli 3. Większość spośród zidentyfikowanych szczepów nie stanowiło typowo chorobotwórczych bakterii i grzybów.. OMÓWIENIE I WNIOSKI. W badaniach raportowanych w literaturze skuteczność bezdotykowych metod dezynfekcji testowano w oparciu o ocenę stopnia redukcji drobnoustrojów na skażonych powierzchniach. W niniejszym badaniu skuteczność dezynfekcji oceniono bezpośrednio wobec bakterii i grzybów obecnych w powietrzu. Liczba wyhodowanych CFU w 200 l powietrza, wahająca się od 55 do 100 w odniesieniu do metra sześciennego, daje wartości od 275 do 500 CFU, co przekracza dopuszczalną według rekomendacji EU-WHO liczbę CFU na przykład w zwykłych oddziałach szpitalnych, salach porodowych czy kuchni. Pomieszczenia, w których. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 7© Evereth Publishing, 2021. Tabela 2. Skuteczność eliminacji bakterii i grzybów z powietrza w wyniku dezynfekcji metodą przepływową UV-C z wykorzystaniem urządzenia Sterylis®.. Przed Po. 70. 60. 50. 40. 30. 20. 10. 0. Li cz. ba k. ol on. ii. 100. 80. 60. 40. 20. 0 Li. cz b. a ko. lo ni. i. Przed Po 3,5 h Po 8 h Ryc. 1. Liczba kolonii bakterii i grzybów przed oraz po procesie dezynfekcji metodą ozonowania.. Ryc. 2. Liczba kolonii bakterii oraz grzybów przed i po procesie dezynfekcji UV-C metodą przepływową przez 3,5 godziny oraz 8 godzin.. Rodzaj podłoża Próbki pobrane przed procesem dezynfekcji UV. Próbki pobrane po procesie dezynfekcji UV, czas 3,5 godziny. Próbki pobrane po procesie dezynfekcji UV, czas 8 godzin. Liczba kolonii ogółem bakterie i grzyby n1, n2, n3. Liczba kolonii ogółem bakterie i grzyby n1, n2, n3. Liczba kolonii ogółem bakterie i grzyby n1, n2, n3. Agar krwawy 105, 97, 98 93, 30, 10 9, 4, 3. Średnia na agarze krwawym 100 44 5. Agar TSA 83, 107, 104 71, 43, 40 8, 4, 7. Średnia na agarze TSA 98 51 6. Średnia liczba kolonii na agarze krwawym i TSA. 99 48 5. % redukcji liczby kolonii nd 52% 95%. Agar Sabourauda 7, 10, 5 0, 2, 0 2, 0, 0. Średnia liczba kolonii grzybów 7 1 1. % redukcji kolonii grzybów nd 86% 86%. prowadzone były badania, to jednak pokoje służące do pracy biurowej, w których w okresie realizacji badania zwykle prze- bywała jedna osoba w czasie nie dłuższym niż osiem godzin i uzyskane wartości CFU/m3 bakterii i grzybów mieszczą się w granicach wskazywanych przez ekspertów Zespołu Eksper- tów ds. Czynników Biologicznych Międzyresortowej Komisji ds. NDS i NDN dla pomieszczeń mieszkalnych [13].. Przeprowadzone badanie potwierdziło skuteczność metod ozonowania oraz UV-C w eliminacji bakterii i grzybów z powietrza. Dla ozonowania osiągnięto redukcję liczby CFU bakterii i grzybów na poziomie 90%, dla UV-C po 3,5 godzinie około 50%, a po ośmiu godzinach 95%. Ze względu na uwarunkowania metody, ozonowanie przeprowadzono. w pustym pomieszczeniu, jednak pobranie próbek po za- kończeniu procesu wymagało wejścia osoby pobierają- cej próbki, a zatem otwarcia pomieszczenia i związanej z tym możliwej niewielkiej kontaminacji drobnoustrojami z zewnątrz. Mimo to stopień redukcji drobnoustrojów był znaczny i potwierdza skuteczność metody w warunkach rzeczywistych. Skuteczność dezynfekcji metodą ozonowania w testowanym urządzeniu potwierdzona została także w badaniach zgodnych z normą EN 17 272:2020, Staphylo- coccus aureus ATCC 6538, Pseudomonas aeruginosa ATCC 15442, Enterococcus hirae ATCC 10541, Candida albicans ATCC 10231, Aspergillus brasiliensis ATCC 16404 (wyniki niepublikowane).. n1, n2, n3 – próbka nr 1, próbka nr 2, próbka nr 3; nd – nie dotyczy.. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 8 © Evereth Publishing, 2021. Tabela 3. Gatunki bakterii i grzybów wyizolo- wanych z powietrza pomieszczeń nr 1 oraz 2, przed i po procesie dezynfekcji metodą ozonowania oraz z pomieszczenia nr 3 przed i po dezynfekcji UV-C.. Uwaga: liczba gatunków nie jest powiązana z uśred- nionymi liczbami kolonii; bd – brak danych.. Pomieszczenie 1. Przed dezynfekcją Po dezynfekcji. Zidentyfikowane gatunki bakterii. Bacillus amyloliquefaciens ssp. plantarum Bacillus clausii Bacillus galactosidilyticus Bacillus jeotgali Bacillus megaterium Kocuria polaris Micrococcus luteus Microbacterium oleivorans Pseudomonas stutzeri Rhizobium larrymoorei Staphylococcus capitis Staphylococcus epidermidis Staphylococcus warneri. Bacillus cereus Bacillus jeotgali Bacillus megaterium Bacillus pumilus Fictibacillus arsenicus Kocuria palustris Paenibacillus amylolyticus Paenibacillus odorifer Pseudarthrobacter chlorophenolicus Rothia terrae Staphylococcus hominis Staphylococcus warneri. Zidentyfikowane gatunki grzybów. Aspergillus sect. nigri Aspergillus sect. versicolores Paecilomyces variotii Penicillium sp. Scedosporium sp.. Aspergillus sect. nigri Aspergillus sect. fumigatus Aspergillus sect. versicolores Paecillomyces variotii Penicillium sp. Scedosporium sp.. Pomieszczenie 2. Przed dezynfekcją Po dezynfekcji. Zidentyfikowane gatunki bakterii. Bacillus benzoevorans Bacillus jeotgali Bacillus idriensis Bacillus sp. Fictibacillus arsenicus Kocuria rosea Micrococcus luteus Pseudomonas oryzihabitans Pseudomonas xanthomarina Rothia terrae Solibacillus silvestris Staphylococcus carnosus Staphylococcus epidermidis Staphylococcus hominis. Corynebacterium aurimucosum Geobacillus thermoglucosidasius Kocuria rhizophila Micrococcus luteus Solibacillus silvestris Staphylococcus epidermidis. Zidentyfikowane gatunki grzybów. Alternaria alternata Aspergillus sect. nigri Aspergillus sect. versicolores Doratomyces sp. Paecillomyces variotii Penicillium sp. Scedosporium sp.. Alternaria alternata Aspergillus sect. nigri Aspergillus sect. versicolores Beauveria sp. Doratomyces sp. Paecillomyces variotii Penicillium sp.. Pomieszczenie 3. Przed dezynfekcją Po dezynfekcji. Zidentyfikowane gatunki bakterii. Staphylococcus haemolyticus Staphylococcus hominis Staphylococcus warneri Micrococcus luteus Staphylococcus sciuri Bacillus pumilus Staphylococcus pseudointermedius Corynebacterium mucifaciens Dermacoccus nishinomiyaensis Kocuria kristianae Pantoea sp. Rothia nasimurium Bacillus gibsonii Staphylococcus arlettae. Bacillus megaterium Staphylococcus haemolyticus Pseudomonas luteola Paenibacillus glucanolyticus Bacillus cereus Staphylococcus warneri Kocuria kristinae Bacillus pumilus Bacillus simplex Micrococcus luteus. Zidentyfikowane gatunki grzybów. bd bd. W związku z oczekiwanymi różnicami w zawartości drobnoustrojów w powietrzu pomieszczeń szpitalnych i jego zróżnicowaniem w zależności od ich rodzaju, planowane są dalsze badania właśnie w warunkach szpitalnych, w tym w szczególności w odniesieniu do metody przepływowej. UV-C zastosowanej w urządzeniu Sterylis®, która może być stosowana w normalnych warunkach funkcjonowania od- działów, czyli przy obecności pacjentów.. Metody laboratoryjne oceny skuteczności dezynfekcji, w tym bezdotykowej, także w odniesieniu do drobnoustrojów. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 9© Evereth Publishing, 2021. obecnych w powietrzu, oparte są na ocenie stopnia redukcji drobnoustrojów naniesionych na określoną powierzchnię w odpowiedniej gęstości i ekspozycję na działanie danego czynnika. Umożliwia to ocenę stopnia redukcji drobnoustro- jów wyrażonego albo w ujęciu procentowym albo bezpośred- nio, z wykorzystaniem danych o logarytmicznej redukcji. Weber i wsp. wykazali możliwość redukcji drobnoustrojów na poziomie 3 log10 w ciągu 5–25 minut za pomocą UV-C oraz w nieco dłuższym czasie w przypadku bakterii sporujących, np. C. difficile. Autorzy ci dowiedli także, że czas potrzebny do inaktywacji patogenów może zostać skrócony dzięki zastosowaniu odblaskowej farby ściennej dla UV [33].. Skuteczność eliminacji C. difficile, MRSA i VRE (ang. vancomycin-resistant Enterococcus) przez promieniowanie UV-C, w warunkach laboratoryjnych, dla dwóch różnych urządzeń potwierdzili również Nerandzic i wsp [21]. Tak- że Rutala i wsp. w badaniach dwóch urządzeń UV-C (Tru- -D® i Optimum®), dla jednego z nich (Tru-D®) stwierdzili konieczność 25-minutowej ekspozycji w celu inaktywacji MRSA, w porównaniu z 5 minutami w przypadku drugiego urządzenia (Optimum®). W obu przypadkach osiągnięto re- dukcję na poziomie >4 log10 przy ekspozycji nośników z te- stowanymi drobnoustrojami na linii wiązki promieniowania. Także w przypadku C. difficile obydwa urządzenia osiągnęły statystycznie podobne poziomy redukcji, choć, podobnie jak dla MRSA, w krótszym czasie dla urządzenia Optimum® (10 minut) w porównaniu z urządzeniem Tru-D® (43 minuty). W świetle cytowanych badań zasadne jest zatem nie tylko potwierdzenie właściwości określonej metody w warunkach laboratoryjnych, w tym z wykorzystaniem stosownych norm i standardów, lecz także testowanie skuteczności eliminacji drobnoustrojów dla konkretnych urządzeń mogących róż- nić się rozwiązaniami technologicznymi. W odróżnieniu do badań Nerandzica czy Rutali, Cadnum i wsp., badający sku- teczność urządzeń UV-C Tru-D® i Optimum® nie stwierdzili różnicy w redukcji MRSA i C. difficile na eksperymentalnie zanieczyszczonych stalowych dyskach napromieniowanych z odległości 1,22 m [6]. Dla MRSA uzyskano redukcję >3 log10 przy 5-minutowej ekspozycji, a dla C. difficile reduk- cję o około 2 log10 uzyskano w ciągu 20 minut. Havill i wsp. porównali UV-C skuteczność urządzenia Tru-D®, wyko- rzystującego promieniowanie UV-C z urządzeniem Bioqu- ell® generującym VHP (waporyzowany nadtlenek wodoru) w redukcji kontaminacji tlenowymi bakteriami powierzchni dotykowych (tj.: poręcz, stolik, pilot do telewizora, drążek do uchwytu w łazience, deska sedesowa) i przy użyciu nośni- ków zanieczyszczonych C. difficile [25]. Dodatnie posiewy przed i po dezynfekcji w przypadku UV-C uzyskano w odpowiednio 91 i 49% próbkach, a przypadku VHP w 93 i 7% w przypadku VHP. W przypadku C. difficile zastosowanie UV-C pozwoliło osiągnąć redukcję od 2,2 log10, a w przypadku VHP redukcja wyniosła 6 log. Co istotne, UV-C wykazało. znacznie lepsze wyniki dla miejsc w pokoju pacjenta (np. stolik przyłóżkowy) niż w łazience pacjenta.. W badaniu in vitro skuteczności urządzenia HyperLight® P3 przeciwko patogenom środowiska szpitalnego wykazano redukcję o 3 log lub wyższą zaszczepionego zarodnikami Aspergillus fumigatus podłoża Sabourauda eksponowanego na działanie UV-C z odległości jednego metra przez przynaj- mniej 5 minut oraz po 15 minutach naświetlania z odległości 2 metrów. Większe odległości urządzenia i krótszy czas na- świetlania powodowały redukcję o 1 log lub mniejszą [34].. Liu i wsp. badali wrażliwość in vitro dzikiego oraz zmu- towanego Aspergillus niger na działanie promieniowania UV oraz ozonu. Zarodniki dzikiego A. niger wykazywały wysoką odporność na promieniowanie UV o długości fali 254 nm, generowane przez lampę UV (ZWS 30W; Foshanzhaoming®). Redukcja liczby żywych zarodników po 3 godzinach naświe- tlania bezpośredniego z odległości 55 cm wynosiła 1 log różni- cy. Połączenie naświetlania z ozonowaniem nieznacznie tylko poprawiło redukcję żywotności zarodników [19]. Obserwacje te są w pewien sposób zbieżne w wynikami badania zaprezen- towanego w niniejszej pracy, w którym zarówno przed i po dezynfekcji izolowano pojedyncze kolonie.. Promieniowanie UV-C może mieć ograniczoną skutecz- ność przeciwko grzybom strzępkowym. Wynika to z wy- kształcenia przez pleśnie mechanizmów ochronnych przed promieniowaniem UV, wśród których dominującym jest produkcja barwników ochronnych: melaniny i związków podobnych oraz metabolitów odbijających promieniowanie [3]. W przypadku często izolowanego z powietrza grzyba pleśniowego Aspergillus niger dawka LD90 promieniowania UV-C wynosi 1038 J/m2.. Badanie, którego wyniki przedstawiono w niniejszej pracy, miało na celu ocenę skuteczności dwóch metod dezynfekcji – UV-C oraz ozonowania, dostępnych w urządzeniu Sterylis®. Wyniki te należy traktować jako wstępne, nie tylko ze względu na testowanie metody w warunkach tylko po- mieszczeń o charakterze biurowym, lecz także ze względu na spektrum drobnoustrojów. Dezynfekcja oparta zarówno na promieniowaniu UV-C, jak i ozonowanie są znanymi metodami o potwierdzonej skuteczności wobec różnych drobnoustrojów, w tym w szczególności wirusów [1, 22, 31]. W ostatnim czasie prowadzono badania laboratoryjne mające na celu ocenę skuteczności tych metod wobec wi- rusa SARS-CoV-2 [15, 17, 27, 29]. Badania te potwierdziły właściwości wirusobójcze także wobec koronawirusa. Jak wspomniano wyżej, badania laboratoryjne określonych metod powinny być uzupełniane badaniami w warunkach rzeczywistych, w celu potwierdzenia metody w konkretnym rozwiązaniu technologicznym.. KONFLIKT INTERESÓW: nie zgłoszono.. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!. FORUM ZAKAŻEŃ 2021;12(1). 10 © Evereth Publishing, 2021. PIŚMIENNICTWO 1. Battigelli DA, Sobsey MD, Lobe DC. The inactivation of hepatitis A virus and. other model viruses by UV irridation. Wat Sci Tech 1993;27(3–4):339–342. 2. Bonetta SA, Bonetta SI, Mosso S, Sampò S, Carraro E. Assessment of microbio-. logical indoor air quality in an Italian office building equipped with an HVAC system. Environ Monit Assess 2009;161(1–4):473–483.. 3. Braga GU, Rangel DE, Fernandes ÉK, Flint SD, Roberts DW. Molecular and phy- siological effects of environmental UV radiation on fungal conidia. Curr Genet 2015;61(3):405–425.. 4. Breza-Boruta B, Kroplewska M, Pastewska A, Szala B. Źródła skażenia powietrza i zagrożenia szkodliwym bioaerozolem w zakładach przetwórstwa rolno- -spożywczego. Prace Naukowe Uniwersytetu Ekonomicznego we Wrocławiu 2017;494:31–42.. 5. Butarewicz A. Mikrobiologiczna jakość powietrza w budynku Wydziału Bu- downictwa i Inżynierii Środowiska Politechniki Białostockiej. Roczniki PZH 2005;56(2):199–206.. 6. Cadnum JL, Tomas ME, Sankar T et al. Effect of variation in test methods on performance of ultraviolet-C radiation room decontamination. Infect Control Hosp Epidemiol 2016;37(5):555–560.. 7. Gąska-Jędruch U, Dudzińska MR. Zanieczyszczenia mikrobiologiczne w powietrzu wewnętrznym. In: Ozonek J, Pawłowski A (eds). Polska Inżynieria Śro- dowiska Pięć Lat po Wstąpieniu do Unii Europejskiej. Vol. 2. Monografie Komi- tetu Inżynierii Środowiska, 2009, pp. 31–40.. 8. Gniadek A, Białecka A, Opach I et al. Fungal contamination of ward furnishings and medical equipment used in the treatment and nursing of newborns. Ann Agricult Environmen Med 2020;27(3);348–355.. 9. Gniadek A, Macura AB. Air-conditioning vs. presence of pathogenic fungi in hospital operating theatre environment Wiad Parazytol 2011;57(2):103–106.. 10. Gniadek A, Macura AB, Górkiewicz M. Cytotoxicity of Aspergillus fungi isolated from hospital environment. Polish J Microbiol 2011;60(1):59–63.. 11. Gniadek A, Marcisz E. Zdrowie środowiskowe w miejscu zamieszkania – czynniki zagrożenia. Probl Hig Epidemiol 2014;95(3):522–528.. 12. Gołofit-Szymczak M, Ławniczek-Wałczyk A, Górny R. Bioaerozole w pomieszczeniach pracy – źródła i zagrożenia. Bezpieczeństwo Pracy 2013;3:9–11.. 13. Górny R. Biologiczne czynniki szkodliwe: normy, zalecenia i propozycje wartości dopuszczalnych. Podstawy i Metody Oceny Środowiska Pracy 2004;3(41):17–39.. 14. Hargreaves M, Parappukkaran S, Morawska L, Loveday J, He C, Gilbert D. A pilot investigation into association between indoor airborne fungal and non-biological particle concentrations in residential houses in Brisbane, Autralia. Sci Total Environm 2003;312(1–3):89–101.. 15. Heßling M, Hönes K, Vatter P, Lingenfelder C. Ultraviolet irradiation doses for coronavirus inactivation – review and analysis of coronavirus photoinactiva- tion studies. GMS Hyg Infect Control 2020,15.. 16. Kalogerakis N, Paschali D, Lekaditis V, Pantidou A, Elefheriadis K, Lazaris M. In- door air quality – bioaerosol measurements in domestic and office premises. Aerosol Science 2005;36:751–761.. 17. Khaiboullina S, Uppal T, Dhabarde N, Subramanian VR, Verma SC. Inactivation of human coronavirus by titania nanoparticle coatings and UVC radiation: throwing light on SARS-CoV-2. Viruses 2020;13(1):19.. 18. Lis DO, Pastuszka JS, Górny RL. Występowanie aerozolu bakteryjnego i grzy- bowego w mieszkaniach, biurach i środowisku zewnętrznym Górnego Śląska. Wyniki wstępne. Roczniki PZH 1997;48(1):59–68.. 19. Liu J, Zhou L, Chen JH et al. Role of ozone in UV-C disinfection, demonstrated by comparison between wild-type and mutant conidia of Aspergillus niger. Photochem Photobiol 2014;90(3):615–621.. 20. Menetrez MY, Foarde KK, Dean TR, Betancourt DA, Moore SA. An evaluation of the protein mass of particulate matter. Atmospheric Environment 2007;41(37):8264–8274.. 21. Nerandzic MM, Thota P, Sankar CT et al. Evaluation of a pulsed xenon ultraviolet disinfection system for reduction of healthcare-associated pathogens in hospital rooms. Infect Control Hosp Epidemiol 2015;36(2):192–197.. 22. Owens MU, Deal DR, Shoemaker MO, Knudson GB, Meszaros JE, Deal JL. High- -dose ultraviolet C light inactivates spores of bacillus Atrophaeus and bacillus Anthracis sterne on nonreflective surfaces. Applied Biosafety 2005;10(4):240–247.. 23. Parvizi J, Barnes S, Shohat N, Edmiston CE Jr. Environment of care: is it time to reassess microbial contamination of the operating room air as a risk fac- tor for surgical site infection in total joint arthroplasty? Am J Infect Control 2017;45(11):1267–1272.. 24. Pastuszka JS, Paw UK, Lis DO, Wlazło A, Ulfig K. Bacterial and fungal in indoor environment in Upper Silesia Poland. Atmospheric Environment 2000;34(22):3833–3842.. 25. Pawlik K, Mączyńska A, Fleischer M, Hryniewicz W. Kontrola środowiska szpitalnego w zapobieganiu zakażeniom wywoływanym przez wieloantybioty- kooporne patogeny alarmowe. Narodowy Program Ochrony Antybiotyków (online); http://antybiotyki.edu.pl/wp-content/uploads/2020/09/%C5%9Bro- dowisko_2020.09.02.pdf. 26. Powietrze – skład i właściwości; https://epodreczniki.pl/a/powietrze---sklad- -i-wlasciwosci/DqLDHkgp1. 27. Sabino CP, Ball AR, Baptista MS et al. Light-based technologies for management of COVID-19 pandemic crisis. J Photochem Photobiol B 2020;212:111999.. 28. Sessa R, Di PM, Schiavoni G et al. Microbiological indoor air quality in healthy buildings. New Microbiol 2002;25(1):51–56.. 29. Storm N, McKay LGA, Downs SN et al. Rapid and complete inactivation of SARS-CoV-2 by ultraviolet-C irradiation. Sci Rep 2020;10:22421.. 30. Tarka P, Nitsch-Osuch A. No-touch automated disinfection system for decontamination of surfaces in hospitals. Int J Environ Res Public Health 2020;17(14):5131.. 31. Thanomsub B, Anupunpisit V, Chanpetch S, Watcharachaipong T, Poonkhum R, Srisukonth C. Effects of ozone treatment on cell growth and ultrastructural changes in bacteria. J Gen Appl Microbiol 2020;48(4):193–199.. 32. Tuomainen M, Tuomainen A, Liesivuori J, Pasanen AL. The 3-year follow-up study in a block of flats – experiences in the use of the Finnish indoor climate classification. Indoor Air 2003;13(2):136–147.. 33. Weber DJ, Rutala WA, Anderson DJ, Chen LF, Sickbert EE, Boyce JM. Effectiveness of ultraviolet devices and hydrogen peroxide systems for terminal room decontamination: focus on clinical trials. Am J Infect Control 2016;44(Suppl. 5):e77–e84.. 34. Yang JH, Wu UI, Tai HM, Sheng WH. Effectiveness of an ultraviolet-C disinfection system for reduction of healthcare-associated pathogens. J Microbiol Immunol Infect 2019;52(3):487–493.. Artykuł jest dostępny na zasadzie dozwolonego użytku osobistego. Dalsze rozpowszechnianie (w tym druk i umieszczanie w sieci) jest zabronione i stanowi poważne naruszenie przepisów prawa autorskiego oraz grozi sankcjami prawnymi.!