Zbadano stabilność witaminy A w różnych układach żywieniowych i w zmiennych warunkach magazynowych. Witamina A dodana była w formie tranu (oleju z wątroby dorsza). W ten sposób uzyskano większą stabilność układu badanego dla paszy o średniej wielkości cząstek w porównaniu z paszą gruboziarnistą. Efekt ten pozostał stały pomimo wpływu światła, utleniania atmosferycznego, temperatury i rodzaju pojemnika.
Potwierdzono destrukcyjny wpływ soli mineralnych na witaminę A i zastosowano dodatek żelatyny. Stabilność witaminy A w tranie jest większa w obecności mączki rybnej i mączki z wątroby, ale jednocześnie jest mniejsza w obecności suszonych drożdży piwnych, w porównaniu do wpływu różnych produktów zbożowych. W szczególnych warunkach
25 przeprowadzonego eksperymentu stabilność palmitynianu witaminy A jest większa niż w postaci oleju z wątroby dorsza nawet po dodaniu zmieszanych mączek [16].
Naukowcy Politechniki Łódzkiej analizowali również stopień degradacji witaminy C w wybranych warzywach. Mechanizm rozkładu witaminy C w badanych warzywach zależał od warunków ich przechowywania. W warzywach przechowywanych na powietrzu rozkład witaminy C odpowiadał kinetyce rzędu I, natomiast przechowywanych w kontrolowanej atmosferze (4% CO2, 3% O2, 93% N2, w temp. 0–1oC) kinetyce rzędu „0”.
Zastosowanie kontrolowanej atmosfery pozwala zachować w większym stopniu witaminę C, jak i ogólne właściwości przeciwutleniające warzyw. Wyznaczone równania kinetyczne pozwoliły określić stopień degradacji witaminy C w dowolnym okresie przechowywania oraz ustalić, w jakim stopniu zachowane są właściwości przeciwutleniające [17].
Grupa innych badaczy podjęła się analizy trwałości witamin podczas obróbki krewetek jak i ich magazynowania. Do badań przygotowano 8 prób o takiej samej zawartości białka, ale różnym udziale witamin A, E i C. Maksymalna temperatura obróbki wynosiła 70oC, a czas przechowywania 60 dni. Najbardziej trwała okazała się być witamina A, a największą stratę odnotowano dla witaminy C – ok. 30% w stosunku do początkowej zawartości [18, 19] .
Badano również stabilność tokoferoli i tokotrienoli ekstrahowanych z niezmydlonej frakcji otrąb ryżowych. Przeprowadzono badanie stabilności termicznej (maksymalna temperatura 95oC, 24 godziny), zdolności do utleniania, test mieszania roztworów rozpuszczalników organicznych (izooktan i heksan) lub olejów jadalnych oraz analizę HPLC. Wszystkie izomery tokoferolu i tokotrienolu wykazują różną stabilność w obecności zwiększonych ilości tlenu i w zmiennych warunkach temperatury. α- tokotrienol jest bardziej czuły na ogrzewanie. Forma α-tokoferoli i tokotrienoli odznacza się mniejszą degradacją przy dużej zawartości tlenu w porównaniu do izomerów gamma.
Rozpuszczalniki organiczne były bardziej skuteczne dla utrzymania stabilności izomerów
-tokotrienoli w porównaniu do olejów jadalnych. Natomiast olej kukurydziany był bardziej skuteczny niż olej sojowy i ryżowy [20]. Badania nad wpływem światła i temperatury na stabilność witamin rozpuszczalnych w tłuszczach przeprowadzono również w krwi [21].
Analizowano wpływ ołowiu, miedzi, kadmu i rtęci na zawartość chlorofilu, proliny, retinolu, α-tokoferolu i kwasu askorbinowego u 17-dniowych siewek fasoli (Phaseolus vulgaris L.) uprawianych w ziemi wzbogaconej różnymi stężeniami roztworów soli PbCl2,
26 CuCl2, CdCl2•H2O and HgCl2. Całkowita zawartość chlorofilu, proliny, retinolu, α-tokoferolu i kwasu askorbinowego była mierzona w pierwszych liściach po 10 dniach ekspozycji w roztworze metali. Uzyskane wyniki wykazały, że toksyczność ołowiu, miedzi, kadmu i rtęci wpływa na zmniejszenie całkowitej ilości chlorofilu zawartego w liściach siewek fasoli. W reakcji na warunki stresowe, wzrosła natomiast zawartość proliny, retinolu, α-tokoferolu i kwasu askorbinowego. Największy ich wzrost zanotowano w roślinach wystawionych na działanie rtęci i następnie kadmu i miedzi a najmniejszy wpływ odnotowano dla soli ołowiu [22].
Stabilność witaminy E została również zbadana w pieczywie (świeżym, 3 i 7- dniowym) oraz w cieście przechowywanym w temperaturze pokojowej. Wyniki oznaczeń witaminy E jednoznacznie pokazują, że w cieście nie nastąpił jej ubytek. Natomiast podczas wypiekania straty witaminy E były znaczące (spadek o 1/3) i obserwowane w obu zestawach wykonanych eksperymentów. Inne rezultaty pokazały badania z wykorzystaniem świeżo wypieczonego chleba zawierającego początkowo 100 mg octanu tokoferolu. Odnotowano spadek witaminy E o 4%. Jest to zastanawiające, ale może być spowodowane inną techniką wypiekania i różnymi źródłami witaminy E [23].
Dokonano oceny stabilności przechowalniczej witamin A i E w granulowanych mieszankach paszowych z udziałem ekstrudatu nasion lnianki oraz preparatu zakwaszającego. Próby umieszczono w warunkach modelowych – temperatura 25°C, przy wilgotności 50-55% na 6 miesięcy. Straty witaminy A w czasie trwania eksperymentu wyniosły średnio około 10% na miesiąc, a dla witaminy E około 4% na miesiąc. Nie odnotowano wpływu zastosowanych dodatków na zmiany zawartości oznaczanych witamin [24].
W trakcie XVIII Sympozjum na Florydzie na temat żywienia zwierząt omówiono problematykę stabilności witamin podczas wytwarzania paszy i jej magazynowania [25], wpływu premiksów oraz skutki pelletyzacji i ekstruzji [26]. Stosowanie witamin chronionych czy też w formie kapsułek doskonale poprawia ich stabilność, nawet podczas drastycznej obróbki technologicznej np. stabilność witaminy A w chronionej pszenicy i mące kukurydzianej jest zadawalająca. Przedstawiono badania pokazujące, że mąka pszenna i mąka kukurydziana, przechowywane w normalnych warunkach, zachowują ponad 95% witaminy A po sześciu miesiącach w temperaturze pokojowej. Stabilność witaminy A przy wysokiej temperaturze składowania nie jest tak dobra. Mąka pszenna przechowywana przez trzy miesiące w 45°C zachowała tylko 72% witaminy A. Stabilność
27 witaminy E zależy od jej izomeru. Octan α-tokoferolu jest najbardziej stabilny. Witamina E występująca naturalnie utlenia się wolno podczas ekspozycji na powietrzu. Natomiast witamina E dodana w postaci octanu zachowuje swoje właściwości.
Podsumowując - istnieje wiele fizycznych i chemicznych czynników, które mają negatywny wpływ na stabilność witamin. W witaminowo - mineralnych premiksach dominujący wpływ na stabilność witamin mają składniki sprzyjające występowaniu reakcji redoks. Największy wpływ wywierają pierwiastki śladowe o strukturze molekularnej tj.
miedź, cynk, żelazo; nieco mniejszy wpływ wykazują mangan i selen. Najbardziej reaktywne są siarczany, węglany i tlenki tych metali, najmniej ich chelaty (są niezdolne do tworzenia wolnych rodników). Zauważono również, że rozdrabnianie, mielenie nie jest wskazane, ponieważ uszkodzona zostaje powłoka chroniąca witaminy. Formy estrowe witamin rozpuszczalne w tłuszczach są bardziej stabilne niż ich formy alkoholowe.
Witamina A jest bardziej stabilna w premiksie witaminowym niż w premiksie z dodatkiem minerałów, ponieważ katalizują one utlenianie 5 wiązań podwójnych. Takie utlenienie nie jest kontrolowane. W zależności od czynników zewnętrznych możemy otrzymać aldehyd i keton albo już sam alkohol jeśli utlenieniu ulegnie część octanowa lub inne produkty utlenienia jeśli reakcje zachodzić będą w łańcuchu. Przedstawiono mechanizm reakcji zachodzącej podczas utleniania wybranego wiązania nienasyconego w łańcuchu węglowodorowym octanu witaminy A (Rys. 4). Możliwe jest, że taki mechanizm zachodzi również w badanych w niniejszej pracy premiksach.
28 Rys. 4 Mechanizm wybranej reakcji utlenienia octanu witaminy A
29 Przedstawiono wyniki oznaczania stabilności witaminy A w paszy – po 3 miesiącach magazynowania retencja wynosiła 88% w warunkach niskiej temperatury i wilgotności, 86% w warunkach wysokiej temperatury i niskiej wilgotności oraz 2% w wysokiej temperaturze i wilgotności. Stwierdzono, że większy wpływ na zawartość witaminy A ma wilgotność niż temperatura [27]. W pelletyzacji najważniejszymi czynnikami mającymi wpływ na destrukcję witamin są: tarcie, temperatura, wilgotność i czas kondycjonowania. Shields i in. zmierzyli stabilność witaminy A w mieszance i w granulacie. Po 3 miesiącach magazynowania retencja witaminy A spadła z 50% w niskiej temperaturze do 39% w wysokiej temperaturze w mieszance i od 65% do 20% w granulacie [28].
Innym czynnikiem, który może wpływać na obniżenie zawartości witamin w czasie przechowywania może być chlorek choliny. Główne funkcje choliny, dawniej zwanej witaminą B4, której źródłem jest chlorek choliny są następujące: wchodzi w skład fosfolipidów, jest prekursorem syntezy acetylocholiny, jest źródłem grup metylowych wymaganych w wielu procesach biologicznych. Niedobór choliny u zwierząt doświadczalnych prowadzi do nagromadzenia tłuszczu w wątrobie, rozległego krwotocznego zapalenia nerek i zaniku grasicy. Badania na psach wykazały, że po kilkudziesięciu daniach trzymania ich na diecie bez choliny nastąpiło silne pogorszenie funkcji wątroby. Podawanie choliny przez 5-10 dni przywracało czynności wątroby do stanu normalnego. Jednocześnie prowadzone badania pokazują, że chlorek choliny istotnie wpływa na brak stabilności witamin w premiksach. Dlatego też trwają również prace badawcze nad wyeliminowaniem chlorku choliny i zastąpieniem go betainą, która jest dawcą grup metylowych. Taka zamiana daje wymierne obniżenie kosztów paszy. Za zamianą całego chlorku choliny na betainę (za wyjątkiem indyków do 6 tygodnia życia) przemawiają następujące fakty:
cholina, by stać się dawcą grup metylowych musi przejść w betainę. Proces ten zachodzi w wątrobie dodatkowo ją obciążając, a wydajność tego procesu waha się w granicach 35-70%;
betaina gwarantuje stabilność witamin w magazynowanych paszach i premiksach (po 70 dniach przechowywania premiksu drobiowego z chlorkiem choliny aktywność witaminy A spada do 7%, witaminy B6 do 37%, a witaminy K3 do 6%
już po 42 dniach przechowywania) [29].
Podjęto próbę oceny wpływu chlorku choliny i w związku z tym przeprowadzono roczne badania stabilności witamin A, E i K3 w premiksach magazynowanych
30 w kontrolowanych warunkach. W okresie 12 miesięcy stężenie analizowanych witamin spadło dla A - do 53%, dla E - do 59%, dla K3 –do 80% w premiksie bez chlorku choliny.
Natomiast dodatek chlorku choliny istotnie wpłynął na zawartość witamin. Odnotowano spadek dla witaminy A do 39%, dla witaminy E do 9% i dla witaminy K3 do 9% ich początkowej zawartości [30].
Norwesko-belgijski zespół badawczy przeprowadził badania stabilności wybranych witamin w różnych materiałach certyfikowanych (mleko w proszku, mączka mięsna i liofilizowana fasola). Obserwacje długoterminowe prowadzono przez okres 24 miesięcy w temperaturze 18oC i +4oC, krótkoterminowe w 25oC i w 30oC. Nie odnotowano znaczących strat witamin. Natomiast magazynowanie w temperaturze 42oC powoduje rozkład retinolu, α-tokoferolu i witaminy C [31].
Podobne badania jak Tavcar-Kalcher [30] oraz Hollmann [31], przeprowadzono dla układów zawierających typowy premiks mineralny, nieorganiczne mikroelementy i metaliczne specyficzne kompleksy aminokwasowe i określono ich wpływ na stabilność witamin w premiksach. Wszystkie próby badane były przechowywane w warunkach kontrolowanych. Po upływie 1 miesiąca nie odnotowano istotnych strat witamin poza witaminą B12 i chlorkiem choliny. Kompleksy aminokwasowe istotnie zmniejszają straty badanych witamin w porównaniu do strat aktywności witamin w premiksach zawierających mikroelementy. Wyznaczono również pH analizowanych materiałów. Dla premiksu witaminowego ok. 5, dla premiksu mineralno-witaminowego ok. 4, a dla kompleksu witaminowego ok. 2 [32].
W pracy autorstwa Sroka i in. [33] oraz Gałecka i in. [34] podjęto dyskusję nad działaniem antyoksydacyjnym i prooksydacyjnym wybranych utleniaczy pochodzenia naturalnego m.in. badania dotyczyły tokoferoli, witaminy C i karotenoidów. Analizowano różne mechanizmy rodnikowych przemian tych związków oraz przedstawiono możliwe konsekwencje tych reakcji dla organizmów żywych. Witamina E jest zmiataczem rodników ponadtlenkowych, jest prawdopodobnie najważniejszym, choć nie jedynym, inhibitorem łańcuchowej reakcji wolnorodnikowej przebiegającej podczas utleniania (peroksydacji) lipidów. -tokoferol działając jako przeciwutleniacz lub zmiatacz wolnych rodników przechodzi w postać rodnikową (-T•). Może ona zostać zredukowana ponownie do -tokoferolu w reakcji z substancjami, takimi jak glutation i witamina C. W literaturze spotyka się doniesienia o istnieniu synergizmu między -tokoferolem i askorbinianem [35]
oraz prace, które nie potwierdzają udziału askorbinianu w regeneracji rodnikowej postaci
31 tokoferolu (-T•) [36]. Możliwa jest też inna konwersja rodników witaminy E do -tokoferylochinonu i innych produktów, które są wydalane z moczem. Tokoferole wykazują również pewne właściwości prooksydacyjne w układach in vitro. Podobnie jak witamina C podczas redukcji Fe (III) do Fe (II) i Cu (II) do Cu (I), tokoferole stymulują powstawanie rodników OH•. Poza tym rodnik -T• poprzez stosunkowo wolną reakcję jest zdolny oderwać wodór z cząsteczki wielonienasyconego kwasu tłuszczowego
𝛼 − 𝑇·+ 𝑅𝐻 𝑅·+ 𝛼 − 𝑇
i w ten sposób działa jako słaby promotor utleniania tłuszczów bogatych w nienasycone kwasy tłuszczowe [33].
Podobne badania jak Coelho przedstawił Dove. Analizował paszę typu grower stosowaną w żywieniu trzody chlewnej. Eksperyment trwał 12 tygodni. Użyto wysokich zawartości mikroelementów (250 ppm Cu, 1,000 ppm Fe, 1,000 ppm Zn, 100 ppm Mn). Zawartość octanu α-tokoferolu zmniejszała się liniowo. Dodatek oleju sojowego nie miał wpływu na ubytek α-tokoferolu [37].
Wśród czynników powodujących brak stabilności witamin w premiksach podczas różnych procesów wytwarzania np. podczas pelletyzacji i magazynowania można wymienić temperaturę, wilgotność, czas przechowywania, reakcje redoks, wpływ światła.
Reakcje te mogą się różnić. Utlenianie witamin może być spowodowane postępem autooksydacji tłuszczów, zachodzeniem reakcji Fentona w obecności minerałów, hydrolitycznym lub mikrobiologicznym utlenianiem. Dlatego ważne jest, aby określając stabilność witamin wziąć pod uwagę każdy etap wytwarzania (pasze proste, premiksy, przedmieszki) i przetwarzania (pelletyzacja, ekstruzja) danego materiału żywieniowego i czas ich przechowywania, ponieważ witaminy ulegają zmianom na każdym z tych etapów.
Dobrą ilustracją są wyniki Coelho [28, 5] dotyczące średniej stabilności witamin w premiksach w różnych procesach (Tabela 3 do Tabela 12).
32 Tabela 3 Czynniki wpływające na poziom witamin w zależności od sposobu wytwarzania paszy [28]
Tabela 4 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w premiksie witaminowym, bez choliny [28]
Tabela 5 Wpływ źródła mikroelementu na przeciętną przemysłową stabilność wybranych witamin w premiksach [28]
33 Tabela 6 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w premiksie witaminowym z choliną [28]
Tabela 7 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w premiksie witaminowo – mineralnym bez choliny [28]
Tabela 8 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w premiksie witaminowo – mineralnym z choliną [28]
34 Tabela 9 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w mieszance paszowej z choliną i z magnezem [28]
Tabela 10 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin trakcie ekstruzji [28]
Tabela 11 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w trakcie pelletyzacji [28]
Witaminy 66-70 71-75 76-80 81-85 86-90 91-95 96-100 101-105 106-110 111-115 116-120 A chroniona,
35 Tabela 12 Przeciętna przemysłowa stabilność wybranych witamin w paszy po ekstruzji i pelletyzacji [28]
Dane te są średnią z szerokiego spektrum danych z badań nad witaminami w laboratoriach producentów premiksów, z przemysłu i z badań naukowych. Uwzględniają różne warunki przetwarzania i przechowywania. [7, 28].
Przedstawione wyniki badań innych naukowców oraz liczne publikacje z ostatniego dziesięciolecia wskazują na różne czynniki, które mogą odpowiadać za straty ilościowe witamin w czasie przechowywania. Jednocześnie brakuje informacji o mechanizmach reakcji jakim witaminy mogą ulegać.