Badania topograi erytrocytów

Funkcja erytrocytu zwi¡zana jest ±ci±le z jego budow¡. Struktura czerwonego ciaªka krwi zmienia si¦ w zale»no±ci od procesów zjologicznych (ró»nicowanie komórki, wzrost, adhezja itp.) i w zale»no±ci od procesów patologicznych (stres oksydacyjny, atak wirusowy, paso»yty itp.). W celu zbadania zmian struktury bªony erytrocytów na±wietlanych promieniowaniem jonizuj¡cym zastosowano mikroskopi¦ siª atomowych. Ze wzgl¦du na to, »e grubo±¢ bªony erytrocytu wynosi tylko 4 nm, mo»na w zwi¡zku z tym poprzez bªon¦ zobrazowa¢ sie¢ biaªkow¡ tworz¡c¡ szkielet bªonowy, szczególnie w warunkach cz¦±ciowej dehydratacji (warunki eksperymentu). Pomiary zostaªy przeprowadzone dla czasów na±wietlania danego typu promieniowania, dla których obserwowano nieci¡gªo±ci hemolizy w badaniach hemolitycznych. 7.2.3.1 Promieniowanie α

Rysunek 7.20: Zdj¦cia AFM powierzchni erytrocytów izolowanych z krwi osoby zdrowej niena±wietlanych cz¡stkami α (A); na±wietlanych przez 10 min (ok. 19,9 µSv, ok. 0,99 µGy) (B); na±wietlanych 25 min (ok. 49,8 µSv, ok. 2,5 µGy) (C), o st¦»eniu radonu ok. 2390 Bq/m3. Zakres skanowania we wszystkich przypadkach wynosi 10 x 10 µm2. Na wstawce (D) przedstawiona jest powi¦kszona powierzchnia 4 x 4 µm2 erytrocytu z (C). Na rysunku (E) przedstawiony jest trójwymiarowy obraz czerwonego ciaªka krwi z (C). Maksymalna wysoko±¢ erytrocytów na zdj¦ciach (A) i (B) wynosi 1,1 µm, natomiast na zdj¦ciach (C) i (D) osi¡ga 1,6 µm.

7.2. Wpªyw promieniowania jonizuj¡cego na stabilno±¢ erytrocytów 121 W przypadku promieniowania α pomiary przeprowadzono na zdrowych erytrocytach niena±wietlanych (Rysunek 7.20 A) i na±wietlanych przez 10 min (Rysunek 7.20 B) oraz 25 min (Rysunek 7.20 C i E) cz¡stkami α (st¦»enie radonu ok. 2390 Bq/m3). Podczas zbierania topograi powierzchni na±wietlanych erytrocytów skupiono si¦ na tych krwinkach czerwonych, które ró»niªy si¦ od erytrocytów zarejestrowanych dla próbki kontrolnej. Mo»na zauwa»y¢, »e w±ród krwinek na±wietlanych przez 10 min pojawiaj¡ si¦ erytrocyty prawie 2 razy wi¦ksze ni» erytrocyty niena±wietlane o zachowanym ksztaªcie dwuwkl¦sªego dysku.

Czerwone ciaªka krwi dla próbki kontrolnej (niena±wietlanej) zazwyczaj miaªy ±rednic¦ ok. 7,0 ± 0,3 µm oraz wysoko±¢ ok. 1,1 ± 0,1 µm (Rysunek 7.20 A). Erytrocyty na±wietlane przez 10 min nie zmieniaªy swojej wysoko±ci, ale przyjmowaªy ksztalt elipsoidy z dªu»sz¡ ±rednic¡ ok. 12,5 ± 0,3 µm oraz krótsz¡ ±rednic¡ ok. 8,8 ± 0,3 µm (Rysunek 7.20 B). Tak zmienione erytrocyty obserwowano równie» w±ród krwinek na±wietlanych przez 25 minut. W próbce o najdªu»szej ekspozycji na promieniowanie α dodatkowo pojawiªy si¦ nowe formy erytrocytów, a mianowicie sferocyty, które w niniejszych warunkach eksperymentalnych miaªy ±rednic¦ ok. 7,0 ± 0,3 µm a wysoko±¢ ok. 1,6 ± 0,1 µm (Rysunek 7.20 C i D). Powy»sze zmiany ksztaªtu erytrocytów zwi¡zane s¡ ze zmianami szkieletu bªonowego powstaªymi pod wpªywem promieniowania. Obserwowane drobne struktury na powierzchni erytrocytu (Rysunek 7.20 A, B, D) zale»¡ jedynie od wewn¦trznych oddziaªywa« pomi¦dzy skªadnikami bªonowymi tj. lipidów i biaªek bªony komórkowej oraz biaªek tworz¡cych szkielet bªonowy erytrocytu.

Rysunek 7.21: Przykªadowe zdj¦cie AFM powierzchni niena±wietlanego erytrocytu wyizolowanego z krwi osoby zdrowej (A) z przekrojem powierzchni (B) oznaczonym przez biaª¡ lini¦ na zdj¦ciu (A). Powierzchnia skanowania wynosi 2 x 2 µm2, natomiast maksymalna wysoko±¢ osi¡ga 100 nm.

W celu uzyskania lepszego wgl¡du w drobne struktury zeskanowano powierzchnie erytrocytów z rozdzielczo±ci¡ 2 x 2 µm2. Takie obrazy pozwoliªy na oszacowanie rozmiarów uwypukle« (opisanych przez odlegªo±ci) oraz wgª¦bie« (okre±lonych przez ±rednice) (Rysunek 7.21 A, B). Na Rysunku 7.22 przedstawiona jest analiza tych struktur dla niena±wietlanych czerwonych ciaªek krwi i na±wietlanych przez 10 min. Struktura plastra miodu szkieletu bªonowego obserwowana dla krwinek kontrolnych (Rysunek 7.20 A) ró»ni si¦ od struktury erytrocytów na±wietlanych przez 10 min, na powierzchni których obserwuje si¦ du»¡ liczb¦ szerokich

wgª¦bie« (Rysunek 7.20 B). Natomiast w przypadku erytrocytów na±wietlnych przez 25 min (Rysunek 7.20 D) dodatkowo pojawiaj¡ si¦: nieregularne brzegi erytrocytów oraz liczne podªu»ne p¦kni¦cia. Drobne struktury grubo±ci ok. 88 ± 44 nm oraz wkl¦sªo±ci ok. 51 ± 23 nm zaobserwowano w erytrocytach kontrolnych, jak i przy komórkach na±wietlanych przez 10 min. Jednak»e w erytrocytach na±wietlanych liczba maªych struktur spada ok. 2-krotnie, a pojawiaj¡ si¦ struktury znacznie wi¦ksze, wypukªo±ci o ok. 239 ± 66 nm oraz du»e wkl¦sªo±ci o ok. 191 ± 66 nm. W przypadku nowo obserwowanych ksztaªtów erytrocytów na±wietlanych 25 min nie mo»na byªo przeprowadzi¢ podobnej analizy ze wzgl¦du na trudno±ci techniczne (na krwinkach obecne s¡ rozlegªe podªu»ne bruzdy).

Rysunek 7.22: Gaussowki rozkªad rozmiarów wkª¦sªo±ci (±rednice) (A, C) oraz wypukªo±ci (odlegªo±ci) (B, D) wyst¦puj¡cych na powierzchni erytrocytów niena±wietlanych (A, B); na±wietlanych (C, D) przez 10 min promieniowaniem α.

Budowa szkieletu bªonowego erytrocytów jest do±¢ dobrze poznana, dlatego w ±wietle obecnej wiedzy na ten temat mo»na byªo przyporz¡dkowa¢ zaobserwowane struktury do poszczególnych jego skladników. Struktury o wielko±ci ok. 88 nm to dimery spektrynowe. Dwa razy wi¦ksze uwypuklenia widoczne w na±wietlanych erytrocytach, odpowiadaj¡ tetramerom spektrynowym. Drobne struktury o wielko±ci ok. 50 nm, obrazuj¡ najprawdopodobniej struktur¦ dwóch ankiryn, oddzielonych od siebie o ok. 40 nm, zwi¡zanych z tetramerem spektrynowym [118].

7.2. Wpªyw promieniowania jonizuj¡cego na stabilno±¢ erytrocytów 123 Pojawienie si¦ oligomerycznych (powtarzaj¡cych si¦) maªych struktur w krwinkach czerwonych na±wietlanych przez 10 min promieniowaniem α pozwoliªo stwierdzi¢, »e zaburzona jest ª¡czno±¢ spektrynowo-ankirynowa w bªonie komórek, co mo»e powodowa¢ niekontrolowan¡ dyfuzj¦ kompleksów ankiryna-BPA w obr¦bie bªony komórkowej. Sferyczny ksztaªt erytrocytów na±wietlanych 25 min wskazuje na caªkowite zaburzenie poª¡cze« szkieletowo-bªonowych. Ksztaªt komórki stabilizowany byªby wtedy przez oddziaªywania mi¦dzy lipidami i biaªkami bªonowymi.

Ze wzgl¦du na bardzo wysok¡ adhezj¦ pomi¦dzy ostrzem AFM a powierzchni¡ erytrocytów cukrzyka, powstaª¡ przez zwi¦kszon¡ liczb¦ glikolipidów na powierzchniach, nie mo»na byªo przeprowadzi¢ podobnej analizy struktur dla pacjentów z cukrzyc¡.

7.2.3.2 Promieniowanie neutronowe

Mikroskopi¦ siª atomowych wykorzystywano równie» do badania topograi powierzchni erytrocytów eksponowanych na promieniowanie neutronowe o dawce ok. 45 µGy (ok. 450µSv). Na Rysunku 7.23 przedstawiono zdj¦cia powierzchni czerwonych ciaªek krwi niena±wietlanych (A) i na±wietlanych (B) przez 45 minut promieniowaniem neutronowym (czas ekspozycji, przy którym obserwowano nieci¡gªo±¢ hemolizy w badaniach hemolitycznych).

Rysunek 7.23: Zdj¦cia AFM powierzchni erytrocytów izolowanych z krwi osoby zdrowej: (A) niena±wietlanych, powierzchnia skanowania 9 x 9 µm2; (B) na±wietlanych przez 45 min promieniowaniem neutronowym, powierzchnia skanowania 11 x 11 µm2. Maksymalna wysoko±¢ erytrocytów na zdj¦ciach w obu przypadkach wynosi ok. 1 µm.

Komórki na±wietlne 45 minut promieniowaniem neutronowym w porównaniu do erytrocytów kontrolnych, jak to mo»na zauwa»y¢ na Rysunku 7.23 zachowuj¡ rozmiary prawidªowego erytrocytu jednak ich owalny ksztaªt jest niereguralny. Mo»na zauwa»y¢, »e w wyniku na±wietlania nie zmienia si¦ rozmiar i dwuwkl¦sªo±¢ erytrocytów, lecz istotnie zmieniaj¡ si¦ jego brzegi poprzez silne pofaªdowanie. Takie zmiany wyst¦powaªy we wszystkich mierzonych czerwonych ciaªkach krwi. W celu uzyskania lepszego wgl¡du w drobne struktury zeskanowano

powierzchnie erytrocytów z rozdzielczo±ci¡ 2 x 2 µm2. Takie obrazy pozwoliªy na oszacowanie rozmiarów uwypukle« (opisanych przez odlegªo±ci) oraz wgª¦bie« (okre±lonych przez ±rednice) (Rysunek 7.24).

Rysunek 7.24: Przykªadowe obrazy AFM struktury bªony erytrocytów wyizolowanych z krwi zdrowej osoby: kontrola (A); erytrocyty na±wietlane (B) przez 45 minut promieniowaniem neutronowym (ok. 45 µGy, 450 µSv). Powierzchnia skanowania wynosi 2 x 2 µm2. Biaªe linie na rysunkach (A) i (B) przedstawiaj¡ kierunki, wzdªu» których wyznaczano przekroje bªony badanych erytrocytów (C) i (D). (C) - próbka kontrolna; (D) - próbka na±wietlana.

Jak wida¢ na Rysunku 7.24 struktura czerwonych ciaªek krwi eksponowanych na promieniowanie neutronowe (Rysunek 7.24 B) ró»ni si¦ od struktury plastra miodu szkieletu bªonowego erytrocytów kontrolnych (Rysunek 7.24 A). Na powierzchni erytrocytów na±wietlanych pojawiaj¡ si¦ podªu»ne p¦kni¦cia i uwypuklenia.

W celu ilo±ciowego okre±lenia obserwowanych ró»nic wykonano analiz¦ uwypukle« i wgª¦bie« (Rysunek 7.25).

W przypadku szkieletu bªonowego pochodz¡cego od erytrocytów kontrolnych wyznaczono mniejsze i wi¦ksze struktury o rozmiarach odpowiednio ok. 38 ± 9 nm i ok. 100 ± 20 nm

7.2. Wpªyw promieniowania jonizuj¡cego na stabilno±¢ erytrocytów 125

Rysunek 7.25: Rozkªad gaussowski struktur bªony erytrocytów pochodz¡cych od zdrowej osoby: niena±wietlanych (A, C, E, G) i na±wietlanych (B, D, F, H) przez 45 minut promieniowaniem neutronowym. Drobne uwypuklenia (A, B), du»e uwypuklenia (C, D) oraz wgª¦bienia (E, F), a tak»e uwypuklenia (G, H) wyznaczone wzdªu» poprzecznego kierunku (biaªa linia numer 1 na Rysunku 7.24 B). Na poszczególnych wykresach podane s¡ ±rednie warto±ci wyznaczone z analizy gaussowskiej.

dªugo±ci oraz wgª¦bienia o ±rednicy ok. 39 ± 12 nm (Rysunek 7.25 A, C, E, G). Natomiast na szkielecie bªonowym czerwonych ciaªek krwi na±wietlnych zarejestrowano wgª¦bienia o ±rednicy ok. 47 ± 15 nm oraz struktury o wielko±ci ok. 52 ± 15 nm i struktury o dªugo±ci ok. 155 ± 31 nm (Rysunek 7.25 B, D, F, H). Istotna ró»nica wyst¦puje w±ród rozmiarów du»ych struktur wyst¦puj¡cych w obu przypadkach.

Wyznaczone uwypuklenia i wgª¦bienia mo»na przypisa¢ do odpowiednich skªadników szkieletu bªonowego erytrocytu (patrz Podrozdziaª 2.2). Najliczniej pojawiaj¡ce si¦ drobne struktury o wielko±ci ok. 50 nm, którym towarzysz¡ wgª¦bienia o podobnej wielko±ci, odpowiadaj¡ prawdopodobnie srukturze dwóch ankiryn, oddzielonych od siebie o ok. 40 nm. Szerokie uwypuklenia zwi¡zane s¡ z dimerami spektrynowymi, które poprzez wi¡zanie ankiryny poª¡czonej z bªon¡, wyst¦puj¡cej prawdopodobnie ok. 80 nm od ko«cowego ogonka spektryny bior¡ udziaª w stabilizacji szkieletu bªonowego erytrocytów [5, 118].

PODSUMOWANIE UZYSKANYCH WYNIKÓW

Pomiary topograi erytrocytów poddanych dziaªaniu promieniowania α (bezpo±rednio jonizuj¡cego) o maªym zasi¦gu oraz promieniowania neutronowego (po±rednio jonizuj¡cego) o najwi¦kszej przenikalno±ci spo±ród wszystkich rodzajów promieniowania jonizuj¡cego pokazuj¡, »e oba typy promieniowania wpªywaj¡ na ksztaªt czerwonych ciaªek krwi modykuj¡c ich szkielet bªonowy. Jednak»e promieniowanie α wywoªuje znacznie silniejsze zmiany erytrocytów cho¢ zastosowane dawki równowa»ne ok. 19,9 µSv (ok. 0,99 µGy) i 49,8 µSv (ok. 2,5 µGy) s¡ prawie 20- i 10-krotnie mniejsze od ok. 450 µSv (ok. 45 µGy) promieniowania neutronowego. Z drugiej strony ze wzgl¦du na ograniczony zasi¦g promieniowania α tylko cz¦±¢ erytrocytów w na±wietlanej próbce ulegªa modykacji, podczas gdy w przypadku promieniowania neutronowego wszystkie erytrocyty zmieniªy swój ksztaªt.

Podobne pomiary planowane s¡ dla promieniowania γ.

Rozdziaª 8

Podsumowanie

Celem niniejszej pracy byªo zbadanie wpªywu wybranych, powszechnie wyst¦puj¡cych chorób, na wªasno±ci zyko-chemiczne erytrocytów. Ogóªem zbadano 132 próbki krwi, w tym 82 próbki krwi pacjentów z nieleczonym nadci±nieniem lub z nieleczonym nadci±nieniem t¦tniczym i z nieleczon¡ hipercholesterolemi¡, 15 próbek krwi pacjentów z cukrzyc¡, oraz 35 próbek krwi osób zdrowych. Wykorzystano szereg komplementarnych metod biozycznych, takich jak: spektroskopia absorpcyjna, mikroskopia fazowa, mikroskopia siª atomowych, spektroskopia mössbauerowska oraz metod biochemicznych niezb¦dnych do przygotowania próbek.

A. W szczególno±ci - badana byªa stabilno±¢ erytrocytów pochodz¡cych od osób z nieleczonym pierwotnym nadci±nieniem t¦tniczym i/lub hipercholesterolemi¡ pod wpªywem dziaªania jonów potasu i sodu w zakresie st¦»e« do ok. 9·1012

kationów/erytrocyt, topograa czerwonych ciaªek krwi pochodz¡cych od w/w dawców, elastyczno±¢ komórek oraz zdolno±¢ hemoglobiny do odwracalnego przyª¡czania cz¡steczki tlenu O2 w zale»no±ci od ci±nienia parcjalnego tlenu.

Uzyskane wyniki pokazuj¡, »e:

a) przepuszczalno±¢ bªon erytrocytów pochodz¡cych od osób chorych jest istotnie zmieniona dla jonów K+ i Na+ oraz we wszystkich badanych przypadkach, hemoliza wykazuje du»¡ zmienno±¢ w zakresie stosowanych st¦»e« kationów:

- erytrocyty zdrowe pokazuj¡ najwy»szy stopie« hemolizy, który porównywalny jest jedynie z hemoliz¡ czerwonych ciaªek krwi pochodz¡cych od pacjenta z nieleczonym nadci±nieniem i nieleczon¡ hipercholesterolemi¡ traktowanych jonami K+;

- dla przypadków pierwotnego nadci±nienia lub pierwotnego nadci±nienia i hipercholesterolemii hemoliza w funkcji st¦»enia jonów wykazuje du»e podobie«stwo do zachowania hemolizy obserwowanej dla cukrzyków cierpi¡cych na nadci±nienie, jako schorzenie wtórne; w tych przypadkach ±rednia warto±¢ hemolizy jest prawie 2-krotnie ni»sza ni» dla erytrocytów zdrowych;

- zale»no±¢ hemolizy erytrocytów pacjentów z nieleczonym nadci±nieniem i nieleczon¡ hipercholesterolemi¡ posiada bardzo charakterystyczny ksztaªt siodªowy;

- w przypadkach chorobowych czerwone ciaªka krwi maj¡ zwi¦kszon¡ podatno±¢ hemolityczn¡ dla jonów potasu w stosunku do jonów sodu dla caªego zakresu badanych st¦»e«, podczas gdy zdrowe erytrocyty dla st¦»e« od ok. 4·1012 kationów/erytrocyt s¡ bardziej wra»liwe na dziaªanie jonów sodu;

b) erytrocyty pochodz¡ce od pacjentów z nieleczonym pierwotnym nadci±nieniem t¦tniczym i/lub hipercholesterolemi¡ posiadaj¡ zmieniony ksztaªt komórki w porównaniu z erytrocytami zdrowymi, a mianowicie - s¡ owalne, zachowuj¡c

jednak dwuwkl¡sªo±¢ i wysoko±¢ komórki; zmiana ksztaªtu komórki w w/w przypadkach chorobowych wynika z modykacji szkieletu bªonowego, który przybiera posta¢ kolby kukurydzy w przeciwie«stwie do prawidªowej struktury szkieletu zdrowych erytrocytów przypominaj¡cej plaster miodu; reorganizacja szkieletu bªonowego wynika najprawdopodobniej z uszkodzenia poª¡cze« ankirynowych;

c) zmodykowany szkielet bªonowy wpªywa tak»e na elastyczno±¢ chorobowo zmienionych komórek erytrocytów, zwi¦kszaj¡c istotnie sztywno±¢ komórek pochodz¡cych od pacjentów z pierwotnym nadci±nieniem t¦tniczym (±redni moduª Younga wynosi ok. 15,5 kPa, a dla zdrowych erytrocytów ok. 5,9 kPa) i powoduj¡c pojawienie si¦ obszarów o zwi¦kszonym (ok. 34,9 kPa) oraz zmniejszonym (ok. 6,4 kPa) istotnie module Younga dla erytrocytów osób z nieleczon¡ hipercholesterolemi¡ w porównaniu ze zdrowymi komórkami czerwonych ciaªek krwi;

d) hemoglobina w erytrocytach pacjentów z pierwotnym nadci±nieniem t¦tniczym znacznie gorzej uwalnia cz¡steczk¦ tlenu dla niskich ci±nie« parcjalnych O2, ni» ma to miejsce w zdrowych czerwonych ciaªkach krwi, natomiast efektu braku uwalniania tlenu przez hemoglobin¦ nie obserwuje si¡ dla erytrocytów osób z nieleczon¡ hipercholesterolemi¡; ±wiadczy to o tym, »e przepuszczalno±¢ bªon erytrocytów dla N2 i O2 jest zmodykowana jedynie w przypadku pierwotnego nadci±nienia t¦tniczego. Po raz pierwszy pokazujemy, »e szkielet bªonowy erytrocytów pochodz¡cych od osób z pierwotnym nadci±nieniem t¦tniczym posiada zmienion¡ struktur¦ typu kolby kukurydzy i wpªywa na usztywnienie komórek czerwonych ciaªek krwi. Co wi¦cej - skutkuje to zmian¡ przepuszczalno±ci przez bªon¦ zarówno jonów potasu oraz sodu, jak i cz¡steczek N2

i O2. Obserwowane efekty, istotnie ró»ne w porównaniu z innymi chorobowo zmienionymi erytrocytami, mog¡ posªu»y¢ jako testy wykrywania pierwotnego nadci±nienia t¦tniczego. Co wi¦cej - fakt, »e hemoglobina, w tym przypadku, znacznie gorzej uwalnia O2 w warunkach obni»onego ci±nienia parcjalnego tlenu (takie warunki panuj¡ w komórkach), mo»e by¢ pierwotn¡ przyczyn¡ obwodow¡ wzrostu ci±nienia. Uzyskane wyniki zostaªy cz¦±ciowo zebrane w pracach [104, 120].

B. Ponadto badano wpªyw bardzo niskich dawek promieniowania jonizuj¡cego (do 1.8 mSv, 1,8 mGy) na wªasno±ci erytrocytów zdrowych i cukrzyków w celu werykacji istnienia efektu Petkau dla ró»nego typu promieniowania jonizuj¡cego bezpo±rednio (promieniowanie α) i po±rednio (promieniowanie γ i neutronowe).

Dane eksperymentalne wykazaªy:

a) znaczn¡ zmienno±¢ hemolizy w zale»no±ci od bardzo niskich dawek promieniowania jonizuj¡cego nawet dla bardzo krótkich czasów na±wietlania (od 1 min do 45 min) w przypadku erytrocytów zdrowych, i zmniejszon¡ reakcj¦ w przypadku cukrzyków, zwªaszcza dla zaawansowanej cukrzycy insulinozale»nej;

b) brak zmiany stanów hemoglobiny w erytrocytach poddanych dziaªaniu promieniowania α o najwy»szej, ze stosowanych w pomiarach hemolizy, dawce równowa»nej ok. 95 µSv (ok. 4,8 µGy);

c) pojawienie si¦ nowego stanu methemoglobiny (MetHbN AS) w erytrocytach eksponowanych na promieniowanie γ i neutronowe o dawce równowa»nej odpowiednio ok. 1.8 mSv (ok. 1,8 mGy) i 450 µSv (ok. 45 µGy); nowa forma MetHbN AS, powstaje przez etap po±redni DeoxyHb, która nie jest zdolna do przyª¡czenia O2;

d) zmian¦ ksztaªtu komórki czerownych ciaªek krwi poddanych dziaªaniu promieniowania α (ok. 19,9 µSv lub 0,99 µGy i 49,8 µSv lub 2,5 µGy) i neutronowego (ok. 450 µSv lub

129 45 µGy) w wyniku zmian struktury szkieletu bªonowego;

z powodu ograniczonego zasi¦gu cz¡stek α tylko cz¦±¢ komórek ulega modykacji, podczas gdy w przypadku przenikliwego promieniowania neutronowego zmiany konformacyjne czerwonych ciaªek krwi widoczne s¡ dla wszystkich komórek w na±wietlanej próbce; e) zale»no±¢ stopnia zmian ksztaªtu erytrocytów od dawki promieniowania jonizuj¡cego, co potwierdzaj¡ pomiary z zastosowaniem promieniowania α.

Badania wpªywu bardzo niskich dawek promieniowania jonizuj¡cego na stabilno±¢ erytrocytów potwierdzaj¡ istnienie efektu Petkau dla ka»dego z rodzaju promieniowania jonizuj¡cego (α, γ i neutronowego). Co wi¦cej - wykazano, »e w na±wietlanych erytrocytach w wyniku dziaªania zarówno promieniowania jonizuj¡cego bezpo±rednio jak i po±rednio stymulowane s¡ szybkie mechanizmy obronne antyoksydacyjne uruchamiane w czasie kilku minut od momentu rozpocz¦cia na±wietlania. Najprawdopodobniej s¡ to cykle, w których uczestnicz¡, mi¦dzy innymi: katalza, peroksydaza glutationowa i dysmutaza nadtlenkowa. Promieniowanie o wysokiej przenikliwo±ci, nawet dla dawek ok. 1.8 mGy (ok. 1,8 mSv) w przypadku promieniowania γ i ok. 45 µGy (ok. 450 µSv) dla promieniowania neutronowego, wywoªuje tak»e zmiany stanów hemoglobiny wewn¡trz erytrocytów, prawdopodobnie zarówno w wyniku bezpo±redniego dziaªania na Hb, jak i modykacj¦ ±rodowiska wewn¦trznego erytrocytów. Uzyskane wyniki mog¡ mie¢ istotny wpªyw zarówno na planowanie ochrony radiologicznej jak i sposobów przechowywania krwi. Powy»sze eksperymenty i obserwacje zostaªy cz¦±ciowo opublikowane w [103, 102, 101] oraz zebrane w pracach, z których jedna jest aktualnie w recenzji [122], natomiast druga w przygotowywaniu [121].

Bibliograa

[1] Niechwiadowicz-Czapka T., Klimczyk A. Leczenie krwi¡. Podr¦cznik studentów medycznych, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2011.

[2] Hoser P. Fizjologia organizmów z elementami anatomii czªowieka - wydanie II, Wydawnictwo Szkolne i Pedagogiczne, Warszawa 1996.

[3] Konturek S., Brzozowski T. Fizjologia czªowieka Fizjologia ogólna, krew i mi¦±nie -wydanie VII, Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiello«skiego, Kraków 2003.

[4] Jó¹wiak Z., Bartosz G. Biozyka - Wybrane zagadnienia wraz z ¢wiczeniami, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2008.

[5] Spychalska J. Membranopatie krwinek czerwonych - patogeneza, obraz kliniczny i diagnostyka, Hematologia, 2012, 3(2): 81 - 119.

[6] Ciana A., Achilli C., Balduini C., Minetti G. On the association of lipid rafts to the spectrin skeleton in human erythrocytes, Biochimica Biophysica Acta, 2011, 1808: 183 - 190. [7] Kªyszejko-Sefanowicz L. Cytobiochemia - Biochemia niektórych struktur komórkowych,

Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2002.

[8] Kodippili G.C., Spector J., Hale J., Giger K., Hughes M.R., McNagny K.M., Birkenmeier C., Peters L., Ritchie K., Low P.S. Analysis of the mobilities of band 3 populations associated with ankyrin protein and junctional complexes in intact murine erythrocytes, Journal of Bilogical Chemistry, 2012, 287(6): 4129 - 4138.

[9] De Rosa M.C., Carelli Alinovi C., Galtieri A., Scatena R., Giardina B. The plasma membrane of erythrocytes plays a fundamental role in the transport of oxygen, carbon dioxide and nitric oxide and in the maintenance of the reduced state of the heme iron, Gene, 2007, 398: 162 - 171.

[10] Adak S., Subhankar C., Bhattacharyya M. Dynamic and electrokinetic behavior of erythrocyte membrane in diabetes mellitus and diabetic cardioviscular disease, Biochimica et Biophysica Acta, 2008, 1780: 108 - 115.

[11] Resmi H., Akhunlar H., Artmann A.T., Güner G. In vitro eects of high glucose concentrations on membrane protein oxidation, G-actin and deformability of human erythrocytes, Cell Biochemistry and Function, 2005, 23: 163 - 168.

[12] Pasini E.M., Lutz H.U., Mann M., Thomas A.W. Red blood cell (RBC) membrane proteomics - Part I: Proteomics and RBC physiology, Journal of Proteomics, 2010, 73: 403 - 420.

[13] Pantaleo A., De Franceschi L., Ferru E., Vono R., Turrini F. Current knowledge about the functional roles of phosphorylative changes of membrane proteins in normal and diseased red cells, Journal of Proteomics, 2010, 73: 445 - 455.

[14] Thomas S.L.Y., Bouyer G., Cue A., Egée S., Glogowska E., Ollivaux C. Ion channels in human red blood cell membrane: Actors or relics?, Blood Cells, Molecules, and Diseases, 2011, 46: 261 - 265.

[15] Montel-Hagen A., Kinet S., Manel N., Mongellaz C., Prohaska R., Battini J.L., Delaunay J., Sitbon M., Taylor N. Erythrocyte Glut1 triggers dehydroascorbic acid uptake in mammals unable to synthesize vitamin C, Cell, 2008, 132: 1039 - 1048.

[16] Anstee D.J. The functional importance of blood group-active molecules in human red blood cells., Vos Sanguinis, 2011, 100: 140 - 149.

[17] Suªka K. (Red.) Hematologia - wydanie I polskie, Wydawnictwo Medyczne Urban & Partner, Wrocªaw 2000.

[18] Stryer L. Biochemia, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2003.

[19] Ashton N. Physiology of red anf white blood cells, Anaesthesia and Intensive Care Medicine, 2007, 8(5): 203 - 208.

[20] D¡browski Z. (Red.) Fizjologia krwi - Wybrane zagadnienia, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 1998.

[21] Wola«ski J., Ru»yªªo E. (Red.) Maªa encyklopedia zdrowia - wydanie IV, Pa«stwowe Wydawnictwo Naukowe, Warszawa 1967.

[22] Fabian W., Koziarska-Ro±ciszewska M., Szymczyk I. Cukrzyca, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2008.

[23] American Diabetes Association. Diagnosis and classication of diabetes mellitus, Diabetes Care, 2012, 35 (suppl. 1): S64 - S71.

[24] Korzeniowska K., Jabªecka A. Cukrzyca (Cz¦±¢ II), Farmacja Wspóªczesna, 2009, 2: 36 -41.

[25] Korzeniowska K., Jabªecka A. Cukrzyca (Cz¦±¢ I), Farmacja Wspóªczesna, 2008, 1: 231 -235.

[26] Traczyk W.Z. Fizjologia czªowieka w zarysie, Pa«stwowy Zakªad Wydawnictw Lekarskich, Warszawa 1989.

[27] Jankowiak B., Krysto«-Seran M., Krajewska-Kuªak E., Popªawska E. Powikªania cukrzycy jako choroby przewlekªej, Nowiny Lekarskie, 2007, 76(6): 482 - 484.

[28] Guzek J. Patozjologia czªowieka w zarysie, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2002.

[29] Vahalkar G.S., Haldankar V.A. RBC membrane composition in insulin dependendent diabetes mellitus in context of oxidative stress, Indian Journal of Clinical Biochemistry, 2008, 23(3): 223 - 226.

Bibliograa 133 [30] Stanescu M., Zamrescu G., Iordachescu D. The eect of glucose and insulin upon human erythrocyte membrane ATPases, Romanian Journal of Biophysics, 2002, 12(3-4): 117 - 128. [31] Pasaoglu H., Sancak B., Bukan N. Lipid peroxidation and resistance to oxidation in patiens with type 2 diabetis mellitus, The Tohoku Journal of Experimental Medicine, 2004, 203: 211 - 218.

[32] Ejma M. Neurologiczne powikªania cukrzycy, Polski Przegl¡d Neurologiczny, 2010, 6(4): 179 - 189.

[33] Mahindrakar Y.S., Suryakar A.N., Ankush R.D., Katkam R.V., Kumbhar K.M. Comparison between erythrocyte hemoglobine and spectrin glycosylation and role of oxidative stress in type-2 diabetes mellitus, Indian Journal of Clinical Biochemistry, 2007, 22(1): 91 - 94.

[34] Doª¦gowska B., Bªogowski W., Chlubek D. Wpªyw glukozy na zmiany oporno±ci hemolitycznej erytrocytów - badania in vitro, Annals of the Promeranian Medical University, 2006, 53(3): 25 - 28.

[35] ESC European Society of Cardiology and ESH European Society of Hypertension 2007 Guidelines for the management of arterial hypertension, European Heart Journal, 2007, 28: 1462 - 1536.

[36] Januszewicz W., Grodzicki T. Stare i nowe elementy mozaiki Page'a w patogenezie nadci±nienia t¦tniczego, Arterial Hypertension, 2003, 7(3): 191 - 195.

[37] Januszkiewicz W., Sznajderman M. (Red.) Nadci±nienie t¦tnicze - wydanie I, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2002.

[38] Kaplan N.M. Pathophysiology: Concepts of Altered Health States - wydanie VIII, Lippincott Williams Wilkins, Philadelphia USA 2000.

[39] Porth C.M. Nadci±nienie t¦tnicze u osób w podeszªym wieku - wydanie I, Wydawnictwo Via Medica, Gda«sk 2004.

[40] Z aczerpni¦te z naukowej strony www.highbloodpressure.about.com. [41] Z aczerpni¦te z naukowej strony www.healthism.com.

[42] Rajzer M., Palka I., Kawecka-Jaszcz K. Znaczenie zjawiska lepko±ci krwi w patogenezie nadci±nienia t¦tniczego, Arterial Hypertension, 2007, 11(1): 1 - 11.

[43] Tanindi A., Topal F.E., Topal F., Celik B. Red cell distribution width in patiens with prehypertension and hypertension, Blood Pressure, 2012, Early Online: 1 - 5.

[44] Cole C.H. Erythrocyte membrane sodium transport in patients with treated and untreated essential hypertension, Circulation, 1983, 68(1): 17 - 22.

[45] Delgado M.C., Delgado-Almeida A. Red blood cell K+ could be a marker of K+ changes in other cells involved in blood pressure regulation, Journal of Human Hypertension, 2003, 17: 313 - 318.

[46] Resnick L.M., Barbagallo M., Dominguez L.J., Veniero J.M., Nicholson J.P., Gupta R.K. Relation of cellular potassium to other mineral ions in hypertension and diabetes, Hypertension, 2001, 38[part 2]: 709 - 712.

[47] Rodrigo R., Prat H., Passalacqua W., Araya J., Guichard C., Bächler J.P. Relationship between oxidative stress and essential hypertension, Hypertension Research, 2007, 30: 1159 - 1167.

[48] Rodrigo R., Bächler J.P., Araya J., Prat H., Passalacqua W. Relationship between (Na + K)-ATPase activity, lipid peroxidation and fatty acid prole in erythrocytes hypertensive and normotensive subjects, Molecular and Cellular Biochemistry, 2007, 303: 73 - 81.