Pracownia Badan´ Chemicznych S
´
rodko´w Spoz˙ywczych Zakładu Higieny Weterynaryjnej w BiałymstokuKierownik: dr L. Rodziewicz
Hasła kluczowe: sulfonamidy, pozostałos´ci, metody chromatograficzne, z˙ywnos´c´.
Key words: sulphonamides, residue, chromatography methods, foodstuffs.
Z grupy sulfonamido´w w lecznictwie weterynaryjnym znalazły zastosowanie gło´wnie amidy kwasu 4-aminobenzenosulfonowego. Sulfonamidy (SAs) działaja˛ wyła˛cznie bakteriostatycznie hamuja˛c po-działy komo´rek bakteryjnych. Odznaczaja˛ sie˛ one dos´c´ szerokim spektrum działania obejmuja˛cym liczne drobnoustroje Gram-dodatnie i Gram-ujemne. Efekt działania utrzymuje sie˛ w trakcie wy-ste˛powania ich bakteriostatycznego ste˛z˙enia w ustroju. Całkowita likwidacja zakaz˙enia jest uzalez˙niona wyła˛cznie od sprawnos´ci układu odpornos´ciowego organizmu. Niekontrolowane i nadmierne stosowanie SAs powoduje biokumulacje˛ ich w organizmie zwierza˛t. Biora˛c to pod uwage˛ SAs moga˛ przedostawac´ sie˛ z poz˙ywieniem (mie˛so, mleko, jaja, mio´d) do organizmu człowieka i byc´ przyczyna˛ zatruc´ oraz alergii (1).
Dyrektywa 96/23/WE z dnia 29 kwietnia 1996 nakazuje monitorowanie pozostałos´ci SAs w tkankach zwierza˛t i produktach pochodzenia zwierze˛cego (2). Według dyrektywy 2002/657/WE obowia˛zuja˛cej od dnia 14 sierpnia 2002 r. SAs zostały zakwalifikowane do grupy B (leki weterynaryjne i zanieczysz-czenia) czyli maja˛ wyznaczona˛ maksymalna˛ dopuszczalna˛ pozostałos´c´ (ang. maximum residua limits – MRL) i moga˛ byc´ stosowane w lecznictwie weterynaryjnym (3). MRL dla sumy SAs w produktach pochodzenia zwierze˛cego wynosi 100µg/kg (4). Dyrektywa (3) wprowadza ro´wniez˙ rodzaje technik pomiaru (układy) jakie moz˙na stosowac´ w metodach potwierdzaja˛cych dla grupy B. Ws´ro´d metod instrumentalnych przy oznaczaniu pozostałos´ci SAs w produktach pochodzenia zwierze˛cego najcze˛s´ciej sa˛ stosowane naste˛puja˛ce układy: LC-UV, LC-DAD, LC-FLD oraz LC-MS, LC-MS/MS.
P r z y g o t o w a n i e p r o´ b e k d o a n a l i z y. Procedura przygotowania pro´bek do badan´ na pozostałos´ci SAs w produktach pochodzenia zwierze˛cego metoda˛ chromatografii cieczowej oraz chromatografii cieczowej sprze˛z˙onej z spektrometrem mas składa sie˛ przewaz˙nie z naste˛puja˛cych etapo´w: ekstrakcja wste˛pna czyli izolacja SAs z badanego materiału, usunie˛cie lipido´w przy uz˙yciu heksanu, oczyszczanie i zate˛z˙anie otrzymanego ekstraktu oraz przypadku układu LC-FLD reakcja derywatyzacji.
Najcze˛s´ciej stosowana˛ metoda˛ ekstrakcji pro´bki jest homogenizacja lub ekstrakcja ultradz´wie˛kami w obecnos´ci rozpuszczalniko´w po czym naste˛puje jej oddzielenie cze˛s´ci stałych od roztworu w procesie wirowania. Do ekstrakcji SAs z tkanek zwierza˛t, mleka i jaj najcze˛s´ciej stosowano acetonitryl, octan etylu, metanol, aceton lub ich mieszaniny. W przypadku miodu stosowano przewaz˙nie kwas fosforowy (pH = 2) (5, 6), 10% kwas tro´jchloroctowy (7) lub bufor octanowy o pH = 5 (8, 9).
Mało jest prac, w kto´rych dokonano poro´wnan´ odzysko´w SAs z produkto´w pochodzenia zwierze˛cego w zalez˙nos´ci od stosowanych do ekstrakcji rozpuszczalniko´w. Przy zastosowaniu jednokrotnej ekstrakcji SAs z tkanek zwierza˛t octanem etylu lub acetonitrylem przy wzmocnieniu na poziomie 5 µg/kg BROMAT. CHEM. TOKSYKOL. – XL, 2007, 1, str. 37 – 43
otrzymano odzysk ok. 40%. Stosuja˛c dwukrotna˛ ekstrakcje˛ octanem etylu otrzymano odzysk ok. 55%. Przy dwukrotnej ekstrakcji – pierwsza octanem etylu a druga acetonem uzyskano odzysk ok. 80% (10). W przypadku zastosowania trzykrotnej ekstrakcji SAs octanem etylu z tkanek zwierza˛t, przy wzmoc-nieniu 500 µg/kg otrzymane odzyski wynosiły kolejno: po pierwszej ekstrakcji 83 – 84, po drugiej 12 – 13, a po trzeciej 2 – 3% (11). W celu usunie˛cia lipido´w z pro´bki stosowano ekstrakcje˛ heksanem. Kolejnym etapem w analizie SAs jest oczyszczanie i zate˛z˙anie pro´bek, kto´re prowadzono przewaz˙nie metoda˛ ciecz-ciało stałe (SPE). Spos´ro´d faz stacjonarnych stosowanych w badaniach pozostałos´ci SAs metoda˛ SPE wymienic´ nalez˙y kolumienki wypełnione faza˛ chemicznie zwia˛zana˛ odwro´cona˛ oktadecyl C18, normalna˛ amino NH2, jonowymienna˛ SCX oraz polimeryczna˛ typu LiChlorlut EN, Oasis MCX, Oasis LB.
Niewiele jest prac w kto´rych poro´wnywano odzyski sulfonamido´w w zalez˙nos´ci od rodzaju stosowanych kolumienek. Przy zastosowaniu kolumienek C18i NH2, odzyski sulfonamido´w wynosiły
Ryc. 1. Chromatogram sulfonamido´w w ekstrakcie z mie˛s´ni kurczaka po oczyszczeniu na kolumience C18. Kolumna Hyprsil ODS C18(5µm, 250 × 4 mm); faz ruchoma acetonitryl-bufor octanowy, pH = 5;
przepływ 1 ml/min; gradient t=0 (min), B = 95%, t = 22, B = 60; detektor DAD. Fig. 1. Chromatogram of sulfonamide extract from chicken meat after clean-up with an C18cartridge. 5µm, 250 × 4 mm Hypersil ODS column; acetonitile/acetate buffer mobile phase; pH = 5; 1 cm3/min.
flow rate; gradient t = 0 (min.) B = 95%, t = 22 B = 60; detektor DAD.
80 – 90%. Duz˙ym ograniczeniem dla stosowania kolumienek C18jest ich trwałos´c´ w wa˛skim zakresie pH 2 – 8 (niskie pH – hydroliza zwia˛zanych faz, wyz˙sze pH> 12 rozpuszczanie krzemionki). Stosuja˛c kolumienki wypełnione faza˛ normalna˛ cjanao (CN), diol (COHCOH) i jonowymienna˛ kwas karbok-sylowy (COOH) uzyskano odzysk mniejszy niz˙ 20% (11).
Kolumienki SPE wypełnione faza˛ chemicznie odwro´cona˛ C18 znalazły zastosowanie w tkankach zwierza˛t (12, 13), jajach (12), miodzie (8, 9, 13), NH2w tkankach zwierza˛t, mie˛s´niach ryb, jajach (11), SCX w miodzie (14), polimeryczne Oasis MCX i Lichrolut EN w tkankach zwierza˛t (15, 16) oraz SCX w poła˛czeniu z Oasis HLB w miodzie (6).
W przypadku stosowania kolumienek C18ogo´lny schemat poste˛powania przy oznaczaniu SAs jest naste˛puja˛cy: kondycjonowanie kolumienek kolejno rozpuszczalnikami metanolem, woda˛ i roztworem kwasu trichlorooctowego, nanoszenie ekstraktu na kolumienki, wymywanie zanieczyszczen´ przy uz˙yciu wody, elucja analitu z kolumienki roztworem amoniaku w acetonitrylu (12). Na ryc. 1 przedstawiono chromatogram SAs w pro´bce mie˛s´ni kurczaka po ekstrakcji acetonitrylem i oczyszczeniu na kolumience C18uzyskany przy zastosowaniu układu LC-DAD.
Innym mniej stosowanym sposobem oczyszczania i zate˛z˙ania pro´bek przy oznaczaniu SAs jest metoda rozpraszanie pro´bki w fazie stałej (ang. matrix solid-phase dispersion – MSPD), rozpraszanie ekstraktu pro´bki w fazie stałej (ang. dispersive solid-phase extraction) oraz ekstrakcja w stanie nadkrytycznym ( ang. supercritical fluid extraction – SFE).
Metoda MSPD polega na ucieraniu pro´bki z okres´lona˛ ilos´cia˛ fazy C18 lub Al2O3. Przygotowana˛ mieszanine˛ umieszcza sie˛ w kolumienkach, a naste˛pnie prowadzi sie˛ elucje˛ rozpuszczalnikami. MSPD zastosowano do oznaczania SAs w tkankach zwierza˛t, mleku i jajach. Kolumienki przygotowane przez wymieszanie pro´bki z adsorbentem C18, przemywano heksanem, a elucje˛ prowadzono chlorkiem metylenu (17). Przy stosowaniu Al2O3 do oznaczania SAs prowadzono elucje˛ 70% metanolem bez przemywania heksanem (18).
Metoda rozpraszania ekstraktu pro´bki w fazie stałej polega na ekstrakcji SAs z pro´bki rozpuszczal-nikiem, a naste˛pnie wymieszaniu uzyskanego ekstraktu z faza˛ stała˛. Metode˛ ta˛ stosowano przy oznaczaniu SAs w tkankach zwierza˛t. Ekstrakcje˛ prowadzono acetonitrylem, zas´ jako faze˛ stała˛ stosowano C-18 (19).
Ekstrakcja w stanie nadkrytycznym polega poddaniu pro´bki działaniu fluidu nadkrytycznego. Do zalet tej metody nalez˙y fakt iz˙ charakteryzuje sie˛ ona małym zuz˙yciem pro´bki i kro´tkim czasem analizy. Metode˛ SFE zastosowano do oznaczenia SAs w tkankach zwierza˛t (20) i jajach (22). Ekstrakcje prowadzono dwutlenkiem we˛gla.
C h r o m a t o g r a f i a c i e c z o w a
Chromatografia cieczowa jest technika˛ szczego´lnie rozpowszechniona˛ w analizie pozostałos´ci SAs. Dzie˛ki odpowiedniemu dobraniu fazy ruchomej i kolumny chromatograficznej moz˙na uzyskac´ selektyw-ny rozdział poszczego´lselektyw-nych SAs.
W analizie SAs rozdział prowadzono w odwro´conym układzie faz z zastosowaniem zaro´wno elucji gradientowej jak i izokratycznej. Najcze˛s´ciej stosowano kolumny chromatograficzne wypełnione faza˛ chemicznie odwro´cona˛ C18. Jako faze˛ ruchoma˛ stosowano wodne roztwory kwasu fosforowego oraz bufor fosforanowy lub octanowy (pH 2 – 7) w poła˛czeniu z polarnymi rozpuszczalnikami acetonitrylem lub metanolem.
W analizie pozostałos´ci SAs w metodach potwierdzaja˛cych ma zastosowanie detektor spektrofotomet-ryczny (UV), diodowy (DAD), oraz fluorescencyjny (FLD), kto´re w poła˛czeniu z chromatografem cieczowym stanowia˛ układy LC-UV, LC-DAD i LC-FLD (3).
Układ LC-UV stosowano do oznaczania pozostałos´ci SAs w tkankach zwierza˛t (12, 22), mie˛s´niach ryb i jajach (11) oraz mleku (23). Przy zastosowaniu ekstrakcji octanem etylu i oczyszczaniu za pomoca˛ kolumienek NH2przy detekcjiλ = 268 nm w tkankach zwierza˛t i jajach oznaczano 3 SAS i uzyskano LOD w zalez˙nos´ci od oznaczanego SAs, kto´ry wynosił 10 – 20µg/kg, zas´ odzysk przy wzmocnieniu na poziomie 100, 200µg/kg wynosił odpowiednio 81 i 98% (11). W mleku przy ekstrakcji chloroform--aceton i przy detekcjiλ = 275 nm oznaczano 6 SAs. LOD wynosiło w zalez˙nos´ci od oznaczanego SAs 4 – 16µg/kg, zas´ odzysk przy wzmocnieniu 50 µg/kg 65 – 94% (23).
Według dyrektywy (3) układ LC-UV (pojedyncza długos´c´ fali) moz˙e byc´ stosowany w metodach potwierdzaja˛cych tylko w przypadku uz˙ycia co najmniej dwo´ch niezalez˙nych systemo´w chromato-graficznych lub drugiej niezalez˙nej metody wykrywania. Dlatego tez˙ metod gdzie stosowano tylko układ LC-UV (pojedyncza długos´c´ fali) moga˛ byc´ traktowane wyła˛cznie jako metody przesiewowe wymagaja˛-ce potwierdzenia.
Układ LC-DAD stosowano do oznaczania pozostałos´ci SAs w tkankach zwierza˛t (15, 24) oraz jajach (25). W tkankach zwierza˛t przy detekcjiλ = 260 – 294 nm z zastosowaniem do ekstrakcji wste˛pnej acetonitrylu, oczyszczania ekstrakto´w za pomoca˛ kolumienek Oasis MCX oznaczano 12 SAs. LOD wynosił 1µg/kg dla wszystkich oznaczanych SAs (11).
Zastosowanie układu LC-FLD do oznaczania SAs moz˙liwe jest po przeprowadzeniu reakcji derywatyzacji, poniewaz˙ SAs nie wykazuja˛ naturalnej fluorescencji. Układ LC-FLD stosowano do oznaczania pozostałos´ci SAs w tkankach zwierza˛t (10,19, 26) oraz w miodzie (5, 8, 9, 14). Do otrzymania pochodnej stosowano przewaz˙nie fluorescamine˛ przy detekcji Eex= 405 nm i Eem= 495 nm. Pozwoliło to zwie˛kszyc´ czułos´c´ i specyficznos´c´ oznaczenia. LOD przy zastosowaniu detektora FLD jest ok. 100-krotnie niz˙szy niz˙ w detektorze DAD. Niekto´rzy autorzy prac przy oznaczaniu SAs w tkankach zwierza˛t prowadzili reakcje˛ derywatyzaci przedkolumnowo (26) oraz w miodzie pokolumnowo (5, 14). LOD dla 6 oznaczanych SAs w mie˛s´niach kurczaka przy zastosowaniu do ekstrakci wste˛pnej acetonitrylu, oczyszczania metoda˛ rozpraszania ekstraktu pro´bki w fazie stałej wynosił 1 – 5µg/kg, zas´ s´redni odzysk przy wzmocnieniu 50 – 150 µg/kg wynosił powyz˙ej 90% (6). W miodzie przy za-stosowaniu do hydrolizy kwasu fosforowego, oczyszczaniu za pomca˛ kolumienek SCX i Oasis HLB. LOD dla 8 oznaczanych SAs wynosił 2 – 10µg/kg w zalez˙nos´ci od oznaczanego SAs, zas´ odzysk 74 – 94% (23).
C h r o m a t o g r a f i a c i e c z o w a – s p e k t r o m e t r i a m a s
Szczego´lne znaczenia dla zapewnienia jednoznacznej identyfikacji SAs maja˛ metody potwierdzaja˛ce gdzie zastosowanie znalazły układy LC-MS i LC-MS/MS.
Analize˛ pro´bek SAs prowadzono w obecnos´ci standardu wewne˛trznego dodanego bezpos´rednio do pro´bki przed homogenizacja˛. Jako standard wewne˛trzny stosowano przewaz˙nie izotopy we˛gla i deutero-we np.13C6-sulfametazyna, d7-sulfadimidyna.
Do analizy w LC-MS lub LC-MS/MS stosowano kro´tkie kolumny chromatograficzne, kto´re spełniały role˛ wste˛pnego rozdziału pro´bki. Stosowano przy tym kolumny standardowe o s´rednicy 3 – 5 mm oraz kolumny mikroborowe o s´rednicy 1 – 2 mm. Kolumny były wypełnione przewaz˙nie faza˛ C18. Jako faze˛ ruchoma˛ stosowano mieszanine˛ wody z acetonitrylem z dodatkiem octanu amonu lub kwasu mro´w-kowego. Stosowano układ faz z zastosowaniem zaro´wno elucji gradientowej, jak i izokratycznej. Pro´bki analizowano stosuja˛c układy LC-MS lub LC-MS/MS. Układy te pracowały w trybie jono´w dodatnich. Przy zastosowaniu układu LC-MS jonizacje˛ prowadzono przewaz˙nie technika˛ rozpylania w polu elektrycznym (ang. electrospray ionisation – ESI) czyli układ LC-ESI-MS oraz chemiczna˛ pod cis´nieniem atmosferycznym (ang. atmospheric pressure chemical ionization – APCI) LC-APCI-MS. Dane chromatograficzne SAs zbierano metoda˛ przemiatania (pełny skan w zakresie m/z 110 – 320) oraz monitorowania wybranych jono´w (ang. selected ion monitoring – SIM) [M + H]+i [M + Na]+(27). Układ LC-ESI-MS stosowano do identyfikacji oraz oznaczania ilos´ciowego SAs w tkankach zwierza˛t (27), miodzie (13) zas´ LC-APCI-MS w tkankach zwierza˛t (16, 28, 29).
Przy zastosowaniu LC-ESI-MS do oznaczania ASa w tkance mie˛s´niowej LOD wynosił 10µg/kg (23), a w miodzie 25µg/kg (27), zas´ przy LC-APCI-MS w tkankach zwierza˛t LOD wynosił 5 µg/kg (16). Wykazano, z˙e układ LC-APCI-MS jest bardziej czuły niz˙ LC-ESI-MS (31).
Układ LC-APCI-MS i LC-ESI-MS spełniaja˛ kryteria zawarte w dyrektywie (3), kto´ra dla metod potwierdzaja˛cych wymagaja˛ aby przy rejestracji pełnego skanu obecne były co najmniej 4 jony o wzgle˛dnym nate˛z˙eniu≥ 10% jonu podstawowego, zas´ przy SIM 3 punkt identyfikacyjne (3 wybrane jony). Przedstawione wyz˙ej metody spełniaja˛ te warunki.
Wraz z rozwojem spektrometrii mas układ LC-MS został zasta˛piony przez LC-MS/MS (tzw. tandem spektrometrii mas). W układzie tym jonizacje˛ SAs prowadzono przewaz˙nie technika˛ ESI. W celu wywołania wto´rnej fragmentacji stosowano metode˛ rozpadu przez kolizje˛ (ang. collisiom induced dissociation – CID). Analize˛ jakos´ciowa˛ i ilos´ciowa˛ prowadzono w systemie monitorowania wybranych reakcji tworzenia wybranych jono´w metastabilnych w obecnos´ci standardo´w wewne˛trznych (ang. metastable reaction monitoring – MRM)
Na ryc. 2 przedstawiono schemat wto´rnej fragmentacji SAs przy zastosowaniu ESI-MS/MS-CID po wybraniu w pierwszy spektrometrze jonu macierzystego [M + H]+ dla wszystkich SAs opro´cz sul-fanilamidyny [M + NH4]+. Jony potomne powstałe z fragmentacji jonu macierzystego [M + H]+zawieraja˛ trzy podstawowe fragmenty pochodza˛ce od kwasu p-aminobenzenosulfonowego [M – RNH2]+(m/z 156), [M – RNH2-SO]+(m/z 108), [M – RNH2-SO2]+(m/z 92) oraz jony zawieraja˛ce grupe˛ aminowa˛ RNH3
[MH – 155]+. W niekto´rych sulfonamidach moz˙liwy jest rozpad w wyniku kto´rego powstaja˛ dwa dodatkowe jony [MH – 93]+, ([O2SNHR]+) oraz [MH – 66]+, ([MH – H2SO4]+). Jon macierzysty [M + H]+
Ryc. 2. Schemat fragmentacji SAs (30). Fig. 2. Pattern of SAs fragmentation (30).
T a b e l a I
Przykłady analitycznych technik LC, LC-MS i LC-MS/MS w oznaczaniu sulfonamido´w w produktach pochodzenia zwierze˛cego
T a b l e I
Some LC, LC-MS and LC-MS/MS analytical techniques used to determine sulfonamides (SAs) in food products of animal origin
Matryca Stosowany układ Kolumna Faza ruchoma (LOD
µg/kg) Literatura Mie˛s´nie, jaja LC-UV λ = 272 nm Wakosil 5C-18 (5µm, 250 × 4,6 mm) Acetonitryl – 0,02 M kwas fosforowy (pH=3, 24:76 v:v) 10 –20 11 Mie˛s´nie, wa˛troba, nerki LC-DAD λ = 260 –294 nm Hypersil ODS (5µm, 250 × 4,6 mm) Acetonitryl – 0,01 M octan amonu (pH=4,6, gradient) 1,0 15 Mie˛s´nie LC-FDL λex= 405 nm, λem= 490 nm, Chrompack 100 RP-18 ODS (5µm, 250 × 4 mm) Acetonitryl – 0,01 M kwas fosforowy (pH=3, 35:65 v/v) 0,5 10 Mio´d LC-FDL λex= 405 nm, λem= 495 nm Phenomenex Luna C-18 (5µm, 250 × 4,6 mm) Acetonitryl – 2% v/v kwas octowy (gradient) 0,1 – 0,2 9
Mie˛s´nie LC-APCI-MS Phenomenex ODS2 (5µm, 250 × 2,5 mm)
Acetonitryl – woda – 0,1 M octan amonu (15:35:50 v/v)
5,0 16
Mleko LC-ESI-MS/MS Waters Symmetry C-18 (5µm, 150 × 3 mm)
Acetonitryl – 10 mM octan amonu (pH=3,5, gradient)
5,0 –10 33
Mio´d LC-ESI-MS/MS Nucleosil C-18 HD (3µm, 50 × 2 mm)
5% acetonitryl w wodzie – 0,3% kwas mro´wkowy
(gradient)
5,0 –10 7
oraz trzy jony potomne (m/z = 156, 108, 92) maja˛ zastosowanie do identyfikacji i oznacza ilos´ciowego SAs (30).
Układ LC-ESI-MS-MS oraz ww. przejs´cia stosowano przy identyfikacji i oznaczaniu SAs w tkance zwierza˛t (31), jajach (32), mleku (33) i miodzie (7, 34, 35). LOD w tkankach zwierza˛t dla 8 oznaczanych SAs wynosił 5 – 13,5µg/kg przy odzysku 78 – 82% (31). W mleku dla 6 SAs LOD wynio´sł 5 – 10 µg/kg z odzyskiem 70 – 92% (33), zas´ w miodzie dla 10 SAs 5 – 10µg/kg oraz 49 – 68% odzysku (7). Metody te spełniaja˛ kryteria dla metod potwierdzaja˛cych wg dyrektywy (3). Przy zastosowaniu układu LC-MS/MS przy wykorzystaniu zbierania danych w systemie MRM wymagane sa˛ 3 punkty iden-tyfikacyjne czyli jeden jon macierzysty i 2 jony potomne co daje 4 punkty.
W tab. I przedstawiono przykłady analitycznych technik chromatograficznych do oznaczania SAs w produktach pochodzenia zwierze˛cego.
PODSUMOWANIE
Najwie˛ksze zastosowanie w praktyce analitycznej oznaczania SAs w produktach
pochodzenia zwierze˛cego ma chromatografia cieczowa. Według Dyrektywy
Unij-nej 2002/657/WE metody oznaczania SAs (grupa B) w kto´rych znalazł
za-stosowanie układ LC-UV (pojedyncza długos´c´ fali) nalez˙y traktowac´ jako
przesie-wowe wymagaja˛ce potwierdzenia. Metody z zastosowaniem układo´w LC-DAD,
LC-FLD, LC-MS i LC-MS/MS uznac´ moz˙na za metody potwierdzaja˛ce.
Szczego´l-ne znaczenia dla zapewnienia jednoznaczSzczego´l-nej identyfikacji SAs maja˛ metody
potwierdzaja˛ce z zastosowaniem układu LC-MS i LC-MS/MS.
L. R o d z i e w i c z
THE APPLICATION OF LC-MS/MS ANALYTICAL TECHNIQUES
TO DETERMINE SULFONAMIDE RESIDUES IN FOOD PRODUCTS OF ANIMAL ORIGIN
PIS
´
MIENNICTWO1. Garbulin´ski T.: Farmakologia weterynaryjna. PWRiL, Warszawa 1984. – 2. Dyrektywa Rady 96/23/EC z dnia 29 kwietnia 1996 o s´rodkach przyje˛tych dla monitorowania pewnych substancji i ich pozostałos´ci u zwierza˛t z˙ywych i w produktach pochodzenia zwierze˛cego. – 3. Decyzja Komisji z dnia 14 sierpnia 2002 r. 2002/657/WE wykonuja˛ca dyrektywe˛ Rady 96/23 dotycza˛ca˛ wyniko´w metod analitycznych i ich interpretacji. – 4. McEvoy J.: Contamination of animal feedingstuffs as a cause of residues in food: a review of regulatory aspects, incidence and control. Anal. Chim. Acta 2002; 473: 3-26. – 5. Maudens K., Zhang G., Lambert.: Quantitative analysis of twelve sulfonamides in honey after acid hydrolysis by high-performance liquid chromatography with postcolumn derivatization and fluorescence detection. J. Chromatogr. A. 2004; 1047: 85-92. – 6. Pang G., Cao Y., Fan C.: Liquid chromatography-fluorescence detection for simultaneous analysis of sulfonamides residues in honey. Anal. Bional. Chem. 2003; 376: 534-541. – 7. Verzegnassi L., Savoy M., Stadler R.: Application of liquid chromatography-electrospray ionization tandem mass spectrometry to the detection of 10 sulfonamides in honey. J. Chromatogr. A. 2002; 977: 77-87. – 8. Posyniak A., S
´
niegocki A., Z˙
mudzki J.: Solid phase extraction and liquid chromatography analysis of sulfonamide residues in honey. Bull. Vet. Inst. Puławy 2002; 46: 111-117. – 9. Posyniak A., Z˙
mudzki J., Niedzielska J.: Sulfonamide residues in honey. Control and development of analytical procedure. Apiacta 2003; 38: 249-256. – 10. Stoev G., Michailova A.: Quantitative determination of sulfonamides residues in food of animal orgin by high-performance liquid chromatography with florescence detection. J. Chromatogr. A. 2000; 871: 37-42.11. Ikai Y., Oka H., Kawamura N., Hayakawa J.: Yamada M.: Application of an amino cartride to the detrmnination of residual sulphonamide antibacterials in meat, fish and egg. J. Chromatogr. 1991; 541:
393-400. – 12. Juszkiewicz T.: Metody analizy pozostałos´ci leko´w w z˙ywnos´ci zwierze˛cego po-chodzenia. PIW, Puławy 1994. – 13. Krivohlavek A., Smit Z., Bastinac M.: The determination of sulfonamides in honey by high performance liquid chromatography-mass spectrometry method (LC/MS). J. Sep. Sci. 2005; 28: 1434-1439. – 14. Maudeens K., Zhang G., Lambert W.: Quantitative analysis of twelve sulfonamides in honey after acidic hydrolysis by high-performance liquid with post-column derivatization and fluorescence detection. J. Chromatogr. A. 2004; 1047: 85-89. – 15. Hele W., Brandtner M., Widek R.: Determination of sulfonamides in animal tissues using cation exchange reversed phase for sample cleanup and HPLC-DAD for detection. Food Chemistry 2003: 83; 601-608. – 16. Kim D., Choi J., Kim J.: Determination of sulfonamides in meat by liquid chromatography coupled with atmospheric pressure chemical ionization mass spectrometry. Bull. Korean. Chem. Soc. 2002; 23: 1590-1594. – 17. Barker S.: Matrix solid-phase dispersion. J. Chromatogr. A. 2000; 885: 115-127. – 18. Kishida K., Furusawa N.: Matrix solid-phase dispersion extraction and high-perfomence liquid chromatographic determination of residual sulfonamides in chicken. J. Chromatogr A. 2001; 937; 49-55. – 19. Posyniak A., Z
˙
mudzki J., Mitrowska K.: Dispersive soli-phase extraction for the determination of sulfonamides in chicken muscel by liquid chromatographry. J. Chromatogr. A. 2005; 1087: 259-264. – 20. Maxwell R., Lightfield A.: Multiresidue supercritical fluid extraction method for the recovery at low ppb levels of three sulfonamides from fortified chicken liver. J. Chromatogr. B, 1998; 715: 431-435. 21. Pensabene J., Fiddler W., Parks O.: Isolation of sulfonamides from whole egg by supercritical fluid extraction. J. Chromatogr. Science. 1997; 35: 270-274. – 22. Horii S., Momma C., Miayahara K., Maruyama T.: Liquid chromatographic determination of three sulfonamides in animal tissues and egg. J. Assoc. Off. Anal. Chem. 1990; 73: 990-992. – 23. Perez N., Gutierrez R., Noa M.: Liquid chromatographic determination of multiple sulfonamides, nitrufuranes and chloramphenicol residues in pasteurized milk. J. AOAC Int. 2002; 85: 20-24. – 24. Pecorelli I., Bibi R., Fioroni L.: Validation of a confirmatory method for determination of sulphonamides in muscle according to the European Union regulation 2002/657/EC. 2004; 1032: 23-29. – 25. Furusawa N.: Determination in sulfonamides in eggs by liquid chromatography. J. AOAC Int. 2002; 85: 848-852. – 26. Salisbury C., Sweet J., Munro R.: Determination of sulfonamide in tissues of food animals using automated precolumn derivatization and liquid chromatography with fluorescence detection. J. AOAC Int. 2004; 87: 1264-1268. – 27. Fuh M., Chan S.: Quantitative determination of sulfonamide in meat by liquid chromatography-elektrospray-mass spectrometry. Talanta 2001; 55: 1127-1139. – 28. Combus M., Ashraf-Khorassani M., Taylor L.: HPLC/atmospheric pressure chemical ionization-mass spectroscopy of eight regulated sulfonamides. J. Pharm. Biomed. Anal. 1999; 25: 301-308. – 29. Kim D., Lee D.: Comprarasion of separation conditions and ionization methods for the liquid chromatography-mass spectrometric determination of sulfo-namides. J. Chromatogr. A 2003; 984: 153-158. – 30. Balizs G., Hewitt A.: Determination of veterinary drug residues by liquid chromatography and tandem mass spectrometr. Anal. Chim. Acta 2003; 493: 105-131.31. Eeckhout N., Pereze J., Van Peteghem C.: Determination of eight sulfonamides in bovine kidney by liquid chromatography/tandem mass spectrometry with on-line extraction and extraction and sample clean-up. Rapid Commun. Mass Spectrom. 2000; 14: 2331-2338. – 32. Bogialli S., Curini R., Di Cocia A., Nazzari M., Polci M.: Rapid confomation assay for determination 12 sulfonamide antimicrobials in milk and eggs by matrix solid-phase dispersion and liquid chromatography-mass spectrometry. J. Agric Food Chem. 2003; 16: 4225-4257. – 33. Van Rhijn J., Lasaroms J., Berendsen B., Brinkman U.: Liquid chromatographic – tandem mass spectrometric determination of selected sulphonamides in milk. J. Chromatogr. 2002; 960: 121-133. – 34. Kaufmann A., Roth S., Ryser B.: Quantitative LC/MS-MS determination of sulfonamides and some other antibiotics in honey. J. AOAC Int. 2002; 85: 853-860. – 35. Thompson T., Noot D.: Determination of sulfonamides in honey by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Anal. Chem. Acta 2005; 551: 168-176.
Adres: 15-959 Białystok, ul. Zwycie˛stwa 26A.