Badania własne
8.3. Analiza pierwiastkowa
Zawartość wybranych pierwiastków w próbkach kory dębu i sosny, wyrażoną w mg/kg zestawiono w tabeli 26. Kora dębu zawiera bardzo dużo wapnia (7,63-16,8 g/kg), potasu (1,35-2,51 g/kg), magnezu (0,74-0,92 g/kg) oraz manganu (0,57-1,11 g/kg). Stężenie potasu w korze sosny jest na podobnym poziomie jak w korze dębu (1,74-2,46 g/kg), zaś zawartość pozostałych metali jest nieco niższa (Ca: 4,71-5,60 g/kg, Mg: 0,47-0,97 g/kg, Mn:
0,22-0,33 g/kg). Kora młodej, 10-letniej sosny zawiera mniej potasu (0,23 g/kg), magnezu (0,13 g/kg) i manganu (0,071 g/kg) w porównaniu do kory drzewa starszego o 10 lat.
Miranda i in. [126] oznaczyli zawartość wapnia, potasu, magnezu, cynku, miedzi, niklu i ołowiu na poziomie odpowiednio: 0,37%, 0,18%, 0,06%, 38,7 mg/kg, 2,12 mg/kg, 3,20 mg/kg i 1,56 mg/kg, co jest zgodne z wynikami uzyskanymi w pracy. Biorąc pod uwagę fakt, iż kora sosny i dębu stanowi składnik naparów leczniczych, przygotowywanych najczęściej przy użyciu gorącej wody, ciekawe jest zbadanie ilości poszczególnych pierwiastków w ekstraktach wodnych oraz porównanie efektywności ekstrakcji przy użyciu wody w stosunku do całkowitej zawartości pierwiastków (Rys. 46). Bardzo wysokie efektywności ekstrakcji dla próbek kory dębu uzyskano dla potasu (ponad 75%), miedzi (około 50%),
140 magnezu (30%) oraz sodu i niklu (około 40% dla kory dębu z Wyszkowa). W przypadku kory sosny, najwyższe wyniki uzyskano dla potasu (93% dla kory 20-letniej sosny), sodu (ponad 90% dla kory 10 i 90-letniej sosny) oraz miedzi (około 40% dla kory młodych sosen i 97% dla kory 90-letniej sosny). Co ważne, efektywność ekstrakcji metali ciężkich-kadmu i ołowiu jest bardzo niska i wynosi około 5% zarówno dla kory dębu jak i sosny.
Al Ca Cd Cu Fe K Mg Mn Na Ni Pb Zn
Rys. 46. Efektywność ekstrakcji wybranych pierwiastków z kory dębu (Nadl. Wyszków i ziele apteczne) i sosny (Nadl. Wyszków).
141 Tabela 26. Zawartość wybranych pierwiastków w próbkach kory dębu i sosny [mg/kg].
Al Ca Cd Cr Cu Fe K
kora dębu
Wyszków 120±4,8 12467±645 0,550±0,017 0,90±0,028 3,60±0,17 83,6±3,25 2307±77 Ostrów Mazowiecka 122±6,5 16817±782 0,339±0,019 1,68±0,035 7,60±0,29 117±4,92 1354±68 Chojnów 173±6,0 7630±247 0,266±0,009 1,23±0,021 4,71±0,22 86,9±2,39 1999±81 zioło apteczne 161±6,7 15380±695 0,214±0,005 2,77±0,13 3,96±0,13 142±4,63 2505±52
kora sosny
Wyszków 1 482±9,3 4710±126 0,686±0,023 2,09±0,14 2,80±0,09 129±2,64 1743±44 Wyszków 2 351±8,1 5356±147 0,637±0,014 1,61±0,095 2,68±0,10 89,6±2,87 227±6,5 Wyszków 3 334±7,2 4486±105 0,530±0,027 1,95±0,12 1,05±0,06 103±3,32 199±4,3 Ostrów Mazowiecka 472±8,6 5352±163 0,494±0,012 1,10±0,093 2,10±0,08 66,5±1,68 2332±48 Chojnów 354±5,4 5600±194 0,615±0,031 0,73±0,062 1,66±0,11 53,2±0,98 2464±65
Mg Mn Na Ni Pb Zn
kora dębu
Wyszków 811±9,6 1106±38 38,6±2,6 1,50±0,19 2,78±0,16 46,8±1,8
Ostrów Mazowiecka 921±11 569±21 132±3,8 1,29±0,08 2,33±0,09 60,6±3,7
Chojnów 736±6,8 646±15 72,6±2,78 1,37±0,06 2,19±0,18 13,0±0,86
zioło apteczne 847±5,2 740±23 89,1±3,6 2,39±0,11 1,39±0,05 18,7±1,3
kora sosny
Wyszków 1 465±7,6 261±8,8 35,4±1,7 1,53±0,05 1,70±0,08 59,7±2,1
Wyszków 2 127±4,7 71,1±5,9 19,5±0,87 1,26±0,06 1,99±0,04 22,6±0,84 Wyszków 3 73,6±2,4 37,2±1,9 18,1±1,0 1,34±0,10 4,54±0,17 15,8±0,65 Ostrów Mazowiecka 868±6,1 331±12 56,6±1,3 0,95±0,03 0,92±0,01 56,8±2,6
Chojnów 969±4,2 215±4,8 56,8±2,8 0,71±0,02 0,85±0,02 50,5±2,1
1 kora sosny 20-letniej, 2 kora sosny 10-letniej, 3 kora sosny 90-letniej
141
142 8.4. Podsumowanie badań
Kory dębu i sosny są bogatym źródłem związków z grupy katechin, występujących zarówno w formie aglikonów jak i związanej w postaci glikozydów, estrów czy proantocyjanidynów. Katechina stanowiła ponad 50% zawartości sumy polifenoli oznaczonych w ekstrakcie kory sosny. Ekstrakty z kory dębu zawierają dużą ilość kwasu p-HBA, katechiny oraz epikatechiny, ponadto zawierają kwas protokatechowy i galusowy, a także niewielkie ilości kwasu chlorogenowego, ferulowego i kawowego.
Najwięcej flawonoidów, oznaczonych metodą chromatograficzną jak i spektrofotometryczną, uzyskano dla ekstraktów przygotowanych w mieszaninie wody i etanolu (40/60, v/v) w temperaturze 55°C. Całkowita zawartość flawonoidów w tych ekstraktach była nieco wyższa dla próbek kory sosny niż kory dębu, z kolei ekstrakty z kory sosny charakteryzowały się niższymi wynikami zdolności redukujących uzyskanymi metodą FC i CUPRAC. Zastosowanie cieczy jonowych, zwłaszcza chlorku 1-butylo-3-metyloimidazoliowego ([Bmim]Cl) oraz tetrafluoroboranu 1-butylo-3-1-butylo-3-metyloimidazoliowego ([Bmim]BF4), spowodowało wzrost zdolności redukujących o około 15% zarówno dla kory dębu jak i sosny. Ekstrakty z kory sosny i dębu charakteryzują się dużą zdolnością do neutralizacji rodników DPPH•. Szczególnie duże rożnice we właściwościach antyutleniających występują pomiędzy wodnymi ekstraktami z kory dębu i sosny. Najwyższe wyniki uzyskano dla ekstraktów przygotowanych przy użyciu octanu etylu oraz 60% etanolu niż cieczy jonowych.
Kora dębu zawiera bardzo dużo wapnia, potasu, magnezu oraz manganu. Stężenie potasu w korze sosny jest na podobnym poziomie jak w korze dębu, zaś zawartość pozostałych metali jest nieco niższa. Kory sosny i dębu wykorzystywane są do sporządzania naparów leczniczych, w związku z tym, ważna jest efektywność ekstrakcji makro i mikroelementów przy użyciu wody w stosunku do całkowitej zawartości pierwiastków.
Bardzo wysokie efektywności ekstrakcji dla próbek kory dębu uzyskano dla potasu (ponad 75%), miedzi (około 50%), magnezu (30%) oraz sodu i niklu. W przypadku kory sosny, najwyższe wyniki uzyskano dla potasu, sodu oraz miedzi. Efektywność ekstrakcji metali ciężkich (kadm, ołów) jest bardzo niska i wynosi około 5% zarówno dla kory dębu jak i sosny.
143 Literatura
1. S.A. Dembner, A. Perlis (ed.), Towards a harmonized definition of non-wood forest products, Unasylva – No. 198 – Non-wood Forest Products and Income Generation, FAO forestry 50 (1999)
2. P. Staniszewski, M. Kalinowski, A. Sawicki, Uboczne użytkowanie lasu wciąż na bocznicy?, Trybuna Leśnika 11 (2010)
3. S. Głowacki, Znaczenie gospodarcze i rekreacyjne dolnych warstw lasu, Leśne Prace Badawcze, 3 (2006) 99 - 114
4. S. Głowacki, Zasoby surowcowe i ochrona leśnych roślin zielarskich w Polsce, Wiadomości zielarskie 7/8 (1995) 3–4
5. A. Ankudo–Jankowska, J. Glura, Znaczenie produktów ubocznego użytkowania lasu dla gospodarki narodowej, Forestry Letters 104 (2013)
6. I. Mróz, M. Wójcik, Ilustrowany atlas roślin, Wydawnictwo Martel, Kalisz, (2015) 132 7. J. Grąbczewski, W. Seneta, Ozdobne krzewinki – wrzosy i wrzośce, Państwowe
Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa (1988)
8. L. Witkowska–Żuk, Atlas roślinności lasów, Multico Oficyna Wydawnicza, Warszawa, (2008)
9. M.T. Beffa, Rośliny górskie, Grupa Wydawnicza Bertelsmann Media, Warszawa (2002) 10. J. Volak, J. Stodola, Rośliny lecznicze, Polska Oficyna Wydawnicza, Warszawa (1992) 11. A. Szakiel, B. Niżyński, C. Pączkowski, Triterpenoid profile of flower and leaf cuticular
waxes of heather Calluna vulgaris, Natural Product Research, 27 (2013) 1404-1407 12. M. Monschein, O. Kunert, F. Bucar, Phytochemistry of heather (Calluna vulgaris (L.) Hull)
and its altitudinal alteration, Phytochemistry Review 9 (2010) 205-215
13. J.B. Harborne, Comparative biochemistry of the flavonoids, Academic Press, New York (1967) 196
14. G. Rieger, M. Müller, H. Guttenberger, F. Bucar, Influence of altitudinal variation on the content of phenolic compounds in wild populations of Calluna vulgaris, Sambucus nigra, and Vaccinium myrtillus, Journal of Agricultural Food Chemistry 56 (2008) 9080- 9086 15. M.A.F. Jalal, D.J. Read, E. Haslam, Phenolic composition and its seasonal variation in
Calluna vulgaris, Phytochemistry 21 (1982) 1397-1401
16. D.A. Ghareeb, A.M.D. ElAhwany, S.M. El-mallawany, A.S. Saif, In vitro screening for anti-acetylcholiesterase, anti-oxidant, anti-glucosidase, anti-inflammatory and anti-bacterial effect of three traditional medicinal plants, Biotechnology and Biotechnological Equipment 28 (2014) 1155–1164
17. D. Deliorman-Orhan, S. Şenol, M. Kartal, I. Orhan, Assessment of antiradical potential of Calluna vulgaris (L.) Hull and its major flavonoid, Journal of Science and Food Agriculture 89 (2009) 809-814
18. L. Saaby, H.B. Rasmussen, A.K. Jager, MAO-A inhibitory activity of quercetin from Calluna vulgaris (L.) Hull., Journal of Ethnopharmacology 121 (2009) 178-181
144 19. T. Baytop, Therapy with medicinal plants in Turkey (Past and Present), Istanbul
University Publication No. 3255), Nobel Press House, Istanbuł (1999)
20. H. Tunon H., Olavsdotter C., Bohlin L., Evaluation of anti-inflammatory activity of some Swedish medicinal plants. Inhibition of prostaglandin biosynthesis and PAF-induced exocytosis, Journal of Ethnopharmacology 48 (1995) 61-76
21. L.M. Krześniak, Wrzos zwyczajny, Echa Leśne 9 (2007) 41
22. L. Hooper, A. Cassidy, A review of the health care potential of bioactive compounds, Journal Science of Food and Agriculture 86 (2006) 1805-1813
23. I. Orhan, E. Kupeli, S. Terzioglu, E. Yesilada, Bioassay – guided isolation of kaempferol-3-O-β-D-galactoside with anti-inflammatory and antinociceptive activity from the aerial part of Calluna vulgaris L., Journal of Ethnopharmacoly 114 (2007) 32-37
24. X.H. Han, S.S. Hong, J.S. Hwang, M.K. Lee, B.Y. Hwang, J.S. Ro, Monoamine oxidase inhibitory components from Cayratia japonica, Archives of Pharmacal Research 30 (2007) 13-17
25. H.T. Olsen, G.I. Stafford, J. Van Staden, S.B. Christensen, A.K. Jager, Isolation of the MAO – inhibitor naringenin from Mentha aquatic (L.), Journal of Ethnopharmacology 117 (2008) 500-502
26. M.R. Garcia-Risco, E. Vazquez, J. Sheldon, E. Steinmamm, N. Riebesehl, T. Fornanri, G.
Reglero, Supercritical fluid extraction of heather (Calluna vulgaris) and evaluation of anti-hepatitis C virus activity of the extracts, Virus Research 198 (2015) 9-14
27. M. Perde-Schrepler, G. Chereches, L. Brie, Photoprotective effect of Calluna vulgaris extract against UVB-induced phototoxicity in human immortalized keratinocytes, Journal of Environmental Pathology, Toxicology and Oncology 30 (2011) 323-331
28. A. Filip, S. Clichici, D Daicoviciu, Chemopreventive effects of Calluna vulgaris and Vitis Vinifera extracts on UVB-induced skin damage in SKH-1 hairless mice, Journal of Physiology and Pharmacology 62 (2011) 385-392
29. D. Olteanu, I. Baldea, S. Clichici, P. Bolfa, M. Cenariu, M. Schrepler-Perde, M. Alupei, A.
Muresan, A, Filip, In vitro studies on the mechanisms involved in chemoprevention using Calluna vulgaris on vascular endothelial cells exposed to UVB, Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 136 (2014) 54-61
30. A.Y. Gordien, A.I. Gray, K. Ingleby, S.G. Franzblau, V. Seidel, Activity of Scottish plant, lichen and fungal endophyte extracts against Mycobacterium aurum and Mycobacterium tuberculosis, Phytotherapy Research 24 (2010) 692-698
31. E. Waś, H. Rybak-Chmielewska, T. Szczęsna, K. Kachaniuk, D. Teper, Characteristics of Polish unifloral honeys. III. Heather honey (Calluna vulgaris L.), Journal of Agricultural Science 55 (2011) 129-136
32. H. Kaygusuz, F. Tezcan, F.B. Erim, O. Yildiz, H. Sahin, Z. Can, S. Kolayli, Characterization of Anatolian honeys based on minerals, bioactive components and principal component analysis, LWT - Food Science and Technology 68 (2016) 273-279
145 33. B. Dimitrova, R. Gevrenova, E. Anklam, Analysis of phenolic acids in honeys of different floral origin by solid-phase extraction and high-performance liquid chromatography, Phytochemical Analysis 18 (2007) 24–32
34. A. Salonen, V. Virjamo, P. Tammela, L. Fauch, R. Julkunen-Tiitto, Screening bioactivity and bioactive constituents of Nordic unifloral honeys, Food Chemistry 237 (2017) 214 - 224 35. C. Guyot, V. Scheirman, S. Collin, Floral origin markers of heather honeys: Calluna
vulgaris and Erica arborea, Food Chemistry 64 (1999) 3-11 36. E. Koniuszy, Czarna jagoda, Aura – Zioła a zdrowie 11 (2013)
37. P. Szkudlarz, The morphological and anatomical structure of fleshy fruit in family Ericaceae, Biological Bulletin of Poznań 36 (1999) 43-56
38. S. Pawłowski (red.), Flora polska. Rośliny naczyniowe Polski i ziem ościennych, Tom X, Warszawa, Państwowe Wydawnictwo Naukowe (1963) 103–104
39. A. Pałczyński, Z. Podbielkowski, B. Polakowski, Botanika, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, (1994) 383
40. F. Činčura, V. Feráková, J. Májovský, L. Šomšák, J. Záborský, Pospolite rośliny środkowej Europy, Warszawa, Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne (1990) 218–219
41. W. Grochowski, Uboczna produkcja leśna, Warszawa, Państwowe Wydawnictwo Naukowe (1990) 327 – 340
42. A. Barszcz, Comparative research on the features of the bilberry base in lowland and mountain areas, Silvarum Colendarum Ratio et Industria Lignaria 1 (2002) 5-14
43. S. Głowacki, Dary lasu – na jagody, Echa Leśne 6 (1994)
44. S. Głowacki, Badania nad jagodziskami borówki czernicy występującymi na terenie Nadleśnictwa Mielec, Sylwan 6 (1999) 29-38
45. A. Faria, J. Oliveira, P. Neves, P. Gameiro, C. Santos-Buelga, V. de Freitas, N. Mateus, Antioxidant properties of prepared blueberry (Vaccinium myrtillus) extracts, Journal of Agricultural and Food Chemistry 53 (2005) 6896–6902
46. J. Milivojevic, V. Maksimovic, J. Dragisic, A comparison of major taste and health related compounds of Vaccinium berries, Turkish Journal of Biology 36 (2012) 738-745
47. A. Szakiel, C. Paczkowski, S. Huttunen, Triterpenoid content of berries and leaves of bilberry Vaccinium myrtillus from Finland and Poland, Journal of Agricultural and Food Chemistry 60 (2012) 11839-11849
48. R. Veberic, A. Slatnar, J. Bizjak, F. Stampar, M. Mikulic-Petkovsek, Anthocyanin composition of different wild and cultivated berry species, LWT - Food Science and Technology 60 (2015) 509 - 517
49. A. Szajdek, E.J. Borowska, Bioactive compounds and health – promoting properties of berry fruit: a review, Plant Foods for Human Nutrition 63 (2008) 147 - 156
50. A.K. Lätti, K.R. Riihinen, P.S. Kainulainen, Analysis of anthocyanin variation in wild populations of bilberry (Vaccinium myrtillus L.) in Finland, Journal of Agricultural and Food Chemistry 56 (2008) 190 - 196
146 51. A.K. Primetta, L. Jaakola, F.A. Ayaz, H. Inceer, K.R. Riihinen, Anthocyanin fingerprinting for authenticity studies of bilberry (Vaccinium myrtillusL.), Food Control 30(2013) 662 - 667
52. C.T. Da Costa, D. Horton, S.A. Margolis, Analysis of anthocyanins in foods by liquid chromatography, liquid chromatography–mass spectrometry and capillary electrophoresis, Journal of Chromatography A 881 (2000) 403-410
53. F. Shahidi, M. Naczk, Phenolic compounds in fruit and vegetables, Phenolics in food and nutraceutical, CRC Press, (2003) 131 - 156
54. M.M. Giusti, R.E. Wrolstad, Acylated anthocyanins from edible sources and their applications in food systems, Biochemical Engineering Journal 14 (2003) 217-225
55. M.N. Ştefănuţ, A. Căta, R. Pop, C. Moşoarcă, A.D. Zamfir, Anthocyanins HPLC-DAD and MS characterization, total phenolics, and antioxidant activity of some berries extracts, Analytical Letters 44 (2011) 2843-2855
56. R. Zadernowski, M. Naczk, J. Nesterowicz, Phenolic acid profiles in some small berries, Journal of Agricultural and Food Chemistry 53 (2005) 2118-2124
57. S. Häkkinen, A.R. Törrönen, Content of flavonols and selected phenolic acids in strawberries and Vaccinium species: influence of cultivar, cultivation site and technique, Food Research International 33 (2000) 517-524
58. J. Stanoeva, M. Stefova, K. BacevaAndonovska, A. Vankova, T. Stafilov, Phenolics and mineral content in bilberry and bog bilberry from Macedonia, International Journal of Food Properties 20 (2017) S863-S883
59. E. Hajazimi, R. Landberg, G. Zamaratskaia, Simultaneous determination of flavonols and phenolic acids by HPLC-CoulArray in berries common in the Nordic diet, LWT - Food Science and Technology 74 (2016) 128-134
60. W. Kalt, S. MacKinnon, J. McDonald, M. Vinqvist, C. Craft, A. Howell, Phenolics of Vaccinium berries and other fruit crops, Journal of the Science of Food and Agriculture 88 (2008) 68 - 76
61. Y. Tian, J. Liimatainen, A.L. Alanne, A. Lindstedt, P. Liu, J. Sinkkonen, H. Kallio, B. Yang, Phenolic compounds extracted by acidic aqueous ethanol from berries and leaves of different berry plants, Food Chemistry 220 (2017) 266-281
62. S. H. Nile, S. W. Park, Edible berries: bioactive components and their effect on human health, Nutrition 30 (2014) 134-144
63. K. Suchorska–Tropiło, E. Pióro–Jabrucka, M. Brodowska, Rośliny z rodziny wrzosowatych jako źródło związków polifenolowych, Folia Universitatis Agriculturae Stetinensis, 96 (2004) 185-188
64. A. Skesters, D. Kleiner, A. Blázovics, Z. May, D. Kurucz, A. Silova, K. Szentmihályi, Mineral element content and antioxidant capacity of some Latvian berries, European Chemical Bulletin 3 (2014) 98-101
147 65. F. Ieri, S. Martini, M. Innocenti, N. Mulinacci, Phenolic distribution in liquid preparations of Vaccinium myrtillus L. and Vaccinium vitis idaea L., Phytochemical Analysis 24 (2013) 467-475
66. P. Van't Veer, M. C. Jansen, M. Klerk, F. J. Kok, Fruits and vegetables in the prevention of cancer and cardiovascular disease, Public Health Nutrition 3 (2000) 103-107
67. R. Puupponen-Pimiä, L. Nohynek, C. Meier, M. Kähkönen, M. Heinonen, A. Hopia, K. M.
Oksman-Caldentey, Antimicrobial properties of phenolic compounds from berries, Journal of Applied Microbiology 90(2001) 494-507
68. V.M. Miljković, G. S. Nikolić, J. Zvezdanović, T. Mihajlov-Krstev, B.B. Arsić, M.N. Miljković, Phenolic Profile, Mineral content and antibacterial activity of the metanol extract of Vaccinium myrtillus L., Notulae Botanicae Horti Agrobotanici 46 (2018) 122-127
69. O. Laaksonen, M. Sandell, H. Kallio, Chemical factors contributing to orosensory profiles of bilberry (Vaccinium myrtillus) fractions, European Food Research and Technology 231 (2010) 271-285
70. N. Yao, F. Lan, R.R. He, H. Kurihara, Protective effects of bilberry (Vaccinium myrtillus L.) extract against endotoxin-induced uveitis in mice, Journal of Agricultural and Food Chemistry 58 (2010) 4731-4736
71. L. Bao, X. S. Yao, C.C. Yau, D. Tsi, C.S. Chia, H. Nagai, H. Kurihara, Protective effects of bilberry (Vaccinium myrtillus L.) extract on restraint stress-induced liver damage in mice, Journal of Agricultural and Food Chemistry 56 (2008) 7800-7807
72. L. Bao, X.S. Yao, C.C. Yau, C.S. Chia, H. Nagai, H. Kurihara, Protective effects of bilberry (Vaccinium myrtillus L.) extract on KBrO3-induced kidney damage in mice, Journal of Agricultural and Food Chemistry 56 (2008) 420-425
73. S. Głowacki, Borówka czernica – najcenniejsza roślina runa leśnego, Przyroda Polska, VI (2009) 6 - 7
74. K. Pliszka, A. Rejman, Borówka wysoka, Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa, (1991)
75. S. Głowacki, Plantacyjna uprawa borówki wysokiej, Las Polski, 15-16 (1999) 22 - 24 76. K. Manquián-Cerda, M. Escudey, G. Zúñiga, N. Arancibia-Miranda, M. Molina, E. Cruces,
Effect of cadmium on phenolic compounds, antioxidant enzyme activity and oxidative stress in blueberry (Vaccinium corymbosum L.) plantlets grown in vitro, Ecotoxicology and Environmental Safety 133 (2016) 316-326
77. Z. Koszański, E. Rumasz-Rudnicka, C. Podsiadło, S. Kaczmarczyk, S. Friedrich, Wpływ nawadniania i nawożenia NPK na budowę anatomiczną i morfologiczną oraz plonowanie borówki wysokiej ( Vaccinium corymbosum L.), Folia Universitatea Agricultural Stetin Agric, 242 (2004) 75-80
78. A. Tryngiel–Gać, W. Treder, Efficiency of irrigation of highbush blueberry in Poland, Infrastructure and Ecology of rural areas III (2017) 1099 - 1114
148 79. L. Chen, X. Xin, Q. Yuan, D. Su, W. Liu, Phytochemical properties and antioxidant capacities of various colo red berries, Journal of the Science of Food and Agriculture 94 (2014) 180- 188
80. M.K. Ehlenfeldt, R.L. Prior, Oxygen radical absorbance capacity (ORAC) and phenolic and anthocyanin concentrations in fruit and leaft issues of highbush blueberry, Journal of Agricultural and Food Chemistry 49 (2001) 2222- 2227
81. J.S. Barnes, P.H. Nguyen, S. Shen, K.A. Schug, General method for extraction of blueberry anthocyanins and identification using high performance liquid chromatography–
electrospray ionization-ion trap-time of flight-mass spectrometry, Journal of Chromatography A 1216 (2009) 4728-4735
82. P. Garcia‐Herrera, M.L. Pérez‐Rodríguez, T. Aguilera‐Delgado, M.J. Labari‐Reyes, B.
Olmedilla‐Alonso, M. Camara, S. de Pascual‐Teresa, Anthocyanin profile of red fruits and Black carrot juices, purees and concentrates by HPLC‐DAD‐ESI/MS‐QTOF, International Journal of Food Science and Technology 51 (2016) 2290 - 2300
83. D. Li, B. Li, Y. Ma, X. Sun, Y. Lin, X. Meng, Polyphenols, anthocyanins, and flavonoids contents and the antioxidant capacity of various cultivars of highbush and half-high blueberries, Journal of Food Composition and Analysis 62 (2017) 84-93
84. S. Sellappan, C.C. Akoh, G. Krewer, Phenolic compounds and antioxidant capacity of Georgia-grown blueberries and blackberries, Journal of Agricultural and Food Chemistry 10 (2002) 2432- 2438
85. R.L. Prior, G. Cao, A. Martin, E. Sofic, J. McEwen, C. O'Brien, N. Lischner, M. Ehlenfeldt, W. Kalt, G. Krewer, C. M. Mainland, Antioxidant capacity as influenced by Total phenolic and anthocyanin content, maturity, and variety of Vaccinium species, Journal of Agricultural and Food Chemistry 46 (1998) 2686 - 2693
86. V. Rios de Souza, P.A. Pereira, T.L. Teodoro da Silva, L.C. de Oliveira Lima, R. Pio, F.
Queiroz, Determination of the bioactive compounds, antioxidant tactivity and chemical composition of Brazilian blackberry, red raspberry, strawberry, blueberry and sweet cherry fruits, Food Chemistry 156 (2014) 362- 368
87. W. Zheng, S.Y. Wang, Oxygen radical absorbing capacity of phenolics in blueberries, cranberries, chokeberries, and lingonberries, Journal of Agricultural and Food Chemistry 51 (2003) 502 - 509
88. C. Vasco, J. Ruales, A. Kamal-Eldin, Total phenolic compounds and antioxidant capacities of major fruits from Ecuador, Food Chemistry 111 (2008) 816 - 823
89. T. G. Taruscio, D. L. Barney, J. Exon, Content and profile of flavanoid and phenolic acid compounds in conjunction with the antioxidant capacity for a variety of northwest Vaccinium berries, Journal of Agricultural and Food Chemistry 52 (2004) 3169 - 3176 90. H. Zhang, Z.Y. Wang, X. Yang, H.T. Zhao, Y. C. Zhang, A.J. Dong, J. Jing, J. Wang,
Determination of free amino acids and 18 elements in freeze-dried strawberry and blueberry fruit usingan AminoAcid Analyzer and ICP-MS with micro-wave digestion, Food Chemistry 147 (2014) 189 - 194
149 91. W.Y. Huang, Y.M. Liu, J. Wang, X.N. Wang, C.Y. Li, Anti-inflammatory effect of the blueberry anthocyanins malvidin-3-glucoside and malvidin-3-galactoside in endothelial cells, Molecules 19 (2014) 12827 - 12841
92. E. Torri, M. Lemos, V. Caliari, C. A. Kassuya, J. K. Bastos, S. F. Andrade, Anti-inflammatory and antinociceptive properties of blueberry extract (Vaccinium corymbosum), Journal of Pharmacy and Pharmacology 59 (2007) 591- 596
93. C. Andres-Lacueva, B. Shukitt-Hale, R.L. Galli, O. Jauregui, R.M. Lamuela-Raventos, J.A.
Joseph, Anthocyanins in aged blueberry-fed rats are found centrally and may enhance memory, Nutritional Neuroscience 8 (2005) 111- 120
94. B. Gibbons, P. Brough, Atlas roślin Europy Północnej i Środkowej, Oficyna Wydawnicza Multico, Warszawa (1995) 184
95. M. Heinonen, Antioxidant activity and antimicrobial effect of berry phenolics - a Finnish perspective, MolecularNutrition and Food Research 51 (2007) 684- 691
96. P. Kylli, L. Nohynek, R. Puupponen-Pimiä, B. Westerlund-Wikström, T. Leppänen, J.
Welling, E. Moilanen, M. Heinonen, Lingonberry (Vaccinium vitis-idaea) and European cranberry (Vaccinium microcarpon) proanthocyanidins: isolation, identification, and bioactivities, Journal of Agricultural and Food Chemistry 59 (2011) 3373- 3384
97. H. Antolak, A. Czyzowska, M. Sakač, A. Mišan, O. Đuragić, D. Kregiel, Phenolic compounds contained in little-known wild fruits as antiadhesive agents against the beverage-spoiling bacteria Asaiaspp. Molecules 22 (2017)
98. J. Lee, C. E. Finn, Lingonberry (Vacciniumvitis-idaea L.) grown in the Pacific Northwest of North America: Anthocyanin and free amino acid composition, Journal of Functional Foods 4 (2012) 213-218
99. A.M. Bakowska-Barczak, M. Marianchuk, P. Kolodziejczyk, Survey of bioactive components in Western Canadian berries, Canadian Journal of Physiology and Pharmacology 85 (2007) 1139-1152
100. S. Ek, H. Kartimo, S. Mattila, A. Tolonen, Characterization of phenolic compounds from lingonberry (Vaccinium vitis-idaea), Journal of Agricultural and Food Chemistry 54 (2006) 9834-9842
101. M.P. Kähkönen, J. Heinämäki, V. Ollilainen, M. Heinonen, Berry anthocyanins: isolation, identification and antioxidant activities, Journal of the Science of Food and Agriculture 83 (2003) 1403-1411
102. J.M. Koponen, A.M. Happonen, P. H. Matilla, A.R. Törrönen, Contents of anthocyanins and ellagitannins in selected foods consumed in Finland, Journal of Agricultural and Food Chemistry 55 (2007) 1612-1619
103. O.C. Bujor, C. Ginies, V.I. Popa, C. Dufour, Phenolic compounds and antioxidant activity of lingonberry (Vaccinium vitis-idaea L.) leaf, stem and fruit at different harvest periods, Food Chemistry 252 (2018) 356-365
104. A. Vollmannova, J. Musilova, T. Toth, J. Arvay, J. Bystricka, M. Medvecky, J. Daniel, Phenolic compounds, antioxidant activity and Cu, Zn, Cd and Pb content in wild and
150 cultivated cranberries and blueberries, International Journal of Environmental Analytical Chemistry 94 (2014) 1445-1451
105. Z.L. Fan, Z.Y. Wang, J.R. Liu, Cold-field fruit extracts exert different antioxidant and antiproliferativea ctivities in vitro, Food Chemistry 129 (2011) 402-407
106. S. Vepsäläinen, H. Koivisto, E. Pekkarinen, P. Mäkinen, G. Dobson, G. J. McDougall, D.
Stewart, A. Haapasalo, R. O. Karjalainen, H. Tanila, M. Hiltunen, Anthocyanin-enriched bilberry and black currant extracts modulate amyloid precursor protein processing and alleviate behavior alabnormalities in the APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease, Journal of Nutritional Biochemistry 24 (2013) 360-370
107. P. Vyas, S. Kalidindi, L. Chibrikova, A.U. Igamberdiev, J.T. Weber, Chemical analysis and effect of blueberry and lingonberry fruits and leaves against glutamate-mediated excitotoxicity, Journal of Agricultural and Food Chemistry 61 (2013) 7769-7776
108. A.S. Kivimäki, P.I. Ehlers, A. Siltari, A.M. Turpeinen, H. Vapaatalo, R. Korpela, Lingonberry, cranberry and black currant juices affect mRNA expressions of inflammatory and othrombotic markers of SHR in a long-term treatment, Journal of Functional Foods 4 (2012) 496-503
109. A.S. Kivimäki, P.I. Ehlers, A.M. Turpeinen, H. Vapaatalo, R. Korpela, Lingonberry juice improves endothelium-dependent vasodilatation of mesenteric arteries in spontaneously hypertensive rats in a long-term intervention, Journal of Functional Foods 3 (2011) 267- 274
110. K.S. Bhullar, H.P. Rupasinghe, Antioxidant and cytoprotective properties of partridge berry polyphenols, Food Chemistry 168(2015) 595-605
111. K.R. Riihinen, Z.M. Ou, T. Gödecke, D.C. Lankin, G.F. Pauli, C.D. Wu, The antibiofilm activity of lingonberry flavonoids against oral pathogenesis a case connected to residual complexity, Fitoterapia 97 (2014) 78-86
112. S. Feng, S. Cheng, Z. Yuan, M. Leitch, C. Xu, Valorization of bark for chemicals and materials: A review, Renewable and Sustainable Energy Reviews, 26 (2013) 560-578 113. M. Dedrie, N. Jacquet, P. Bombeck, J. Hébert, A. Richel, Oak barks as raw materials
for the extraction of polyphenols for the chemical and pharmaceutical sectors: A regional case study, Industrial Crops and Products, 70 (2015) 316-321
114. M. Frédérich, A. Marcowycz, E. Cieckiewicz, V. Mégalizzi, L. Angenot, R. Kiss, In Vitro Anticancer Potential of Tree Extracts from the Walloon Region Forest, Planta Medica, 75 (2009) 1634-1637
115. A. Glabasnia, T. Hofmann, Sensory-directed identification of taste-active ellagitannins in American (Quercus alba L.) and European oak wood (Quercus robur L.) and quantitative analysis in bourbon whiskey and oak-matured red wines, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 54 (2006) 3380-3390
116. M. Bouras, M. Chadni, F. J. Barba, N. Grimi, O. Bals, E. Vorobiev, Optimization of microwave-assisted extraction of polyphenols from Quercus bark, Industrial Crops and Products, 77 (2015) 590-601
151 117. C. Galiñanes, M. S. Freire, J. González-Álvarez, Antioxidant activity of phenolic extracts from chestnut fruit and forest industries residues, European Journal of Wood and Wood Products, 73 (2015) 651–659
118. S. Kuppusamy, P. Thavamani, M. Megharaj, R. Nirola, Y. B. Lee, R. Naidu, Assessment of antioxidant activity, minerals, phenols and flavonoid contents of common plant/tree waste extracts, Industrial Crops and Products, 83 (2016) 630-634
119. B. Fernández de Simón, E. Cadahía, E. Conde M. Concepción García-Vallejo, Low Molecular Weight Phenolic Compounds in Spanish Oak Woods, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 44 (1996) 1507-1511
120. E. Valencia-Avilés, M. Estrella García-Pérez, Ma. Guadalupe Garnica-Romo, J. de Dios Figueroa-Cárdenas, E. Meléndez-Herrera, R. Salgado-Garciglia, H. E. Martínez-Flores,
120. E. Valencia-Avilés, M. Estrella García-Pérez, Ma. Guadalupe Garnica-Romo, J. de Dios Figueroa-Cárdenas, E. Meléndez-Herrera, R. Salgado-Garciglia, H. E. Martínez-Flores,